重离子辐照酿酒酵母DNA损伤修复途径研究进展＊

曹国珍，陆 栋，张苗苗，王菊芳，马 良，李 欣，李文建*

(1.中国科学院近代物理研究所，甘肃兰州 730000;2.兰州大学药学院，甘肃兰州 730000)

酿酒酵母基因组的完整性经常面临着来自环境物质导致的DNA损伤的挑战，DNA损伤可引起酿酒酵母表型的突变，也可以造成受损基因在表达上的定量变化。然而，在长期的进化过程中，酿酒酵母形成了完备 DNA损伤应答(DNA damage response，DDR)体系，DDR由一系列对DNA损伤进行识别、信号传导和修复的蛋白组成［1］。一旦DNA损伤被机体感知，则发生以下效应:(1)通过停滞细胞周期来应对DNA损伤，为DNA修复争取时间;(2)通过信号转导激活DDR体系;(3)通过诱导活性直接逆转、切除损伤或对DNA损伤产生耐受［2，3］。如果损伤得不到有效的修复，则会诱导细胞程序性死亡。当酿酒酵母DNA发生多种形式的损伤时，细胞就会启动相应修复途径，包括:同源重组修复(homologous recombination repair，HRR)、碱基错配修复(mismatch repair，MMR)、碱基切除修复(base excision repair，BER)以及核苷酸切除修复(nucleotide excision repair，NER)等。

重离子辐照对生物体的作用主要是通过能量沉积、质量沉积以及动量传递等过程实现的。由于其作用过程的复杂性决定了自身的特点，如:具有高的传能线密度(linear energy transfer，LET)，从而使生物介质产生高密度的电离和激发事件;在射程的末端有尖锐的能量损失峰，即Bragg峰;Bragg峰区域具有较高的相对生物学效应(relative biological effectiveness，RBE);辐射效应受组织中的含氧量影响很小，即氧增比(oxygen enhancement ratio，OER)低;辐射敏感性受细胞周期的影响较小;与生物介质作用时具有较大的损伤截面;产生的DNA损伤是非随机分布的成簇损伤(clustered damage，CD)等。由于重离子辐照的众多特点，使之一直是辐射研究的热点问题。当重离子辐照酿酒酵母时，其关键靶分子DNA将发生各种形式的损伤;具体包括:DNA单链断裂(single-strand break，SSB)、双 链 断 裂 (double-strand break，DSB)、碱基插入或丢失以及DNA氧化损伤等单位点损伤，同时也伴随单位点损伤的复合，即成簇损伤。一般来讲单位点损伤相对容易修复，成簇损伤的修复涉及到众多环节，多是几种修复机制的结合，对于这类损伤，修复系统往往不能兼顾且容易出现差错，再者修复酶也会因重离子辐照导致部分失活，从而不能完全激活修复系统。所以重离子辐照诱导的成簇损伤对酿酒酵母的影响较大。对于这类损伤，酿酒酵母中主要发挥修复作用的是HRR、MMR和BER途径，这三条途径相互协调、相互配合，形成庞大的监控网络，共同发挥对相应损伤的修复作用，从而在重离子辐照的环境下维持基因组的稳定性［4］。

1 HRR途径

重离子辐照对酿酒酵母的直接损伤引起DNA的链断裂，包括DSB和SSB，其中最为严重的生物学后果是DSB。对于DNA的链断裂，主要由HRR途径进行修复，HRR是在多个蛋白分子或蛋白复合体严格有序的调控下运行的［5］。像BER和NER途径多发生在DNA复制之前，统称为复制前修复(pre-replication repair);然而，当DNA开始复制时还未修复的损伤部位也可以先复制后修复，但这样会影响复制酶系的作用，结果子链DNA在损伤对应处留下缺口，这种子代DNA遗传信息的缺损可以通过遗传重组加以弥补，即从同源DNA的母链上将相应核苷酸序列移至子链缺口处，然后通过新合成的序列来填补母链的空缺，此过程就是HRR，因多发生在复制之后，故称为复制后修复(post-replication repair)［6］。

1.1 HRR途径的基本机制

HRR的分子机制最早在大肠杆菌(E.coli)和酵母(S.cerevisiae)中被阐明，在哺乳动物中高度保守。在真核生物基因组中，大量的重复序列为DSB通过非等位基因的重复序列之间进行HRR提供了充足的机会。HRR途径修复DSB时，需要在受损DNA和未受损DNA之间存在相同序列，以未受损DNA分子作为模板，其中首选是姐妹染色单体，然后利用同源重组对DSB进行修复。HRR的过程为:(1)DNA损伤位点的加工［7］;MRE11/RAD50/NXS2(MRN)三元复合物中的MRE11对DNA断裂末端进行5'→3'方向的切割，使3'单链DNA末端充分暴露，然后与RAD52结合。RAD52是一个大分子七聚体，可以保护伸出的DNA末端不被降解，再与复制蛋白A(replication protein A，RPA)分子结合，形成稳定的单链前体物［8］。(2)链侵入和修复性合成;在此阶段发挥重要作用的是HRR核心蛋白RAD51，在它的催化作用下，进行同源序列的寻找、链配对以及链交换等过程，RAD51与3'单链DNA上的RPA分子结合形成复合物，为Holliday联结(Holliday junction)的形成做准备［9］。(3)Holliday联结的形成与解离;上述复合物识别同源DNA模板并催化DNA链的配对、延伸，形成Holliday联结，完成链交换过程，然后Holliday联结经核酸酶切割以后，再由连接酶连接，从而使Holliday联结解体，得到完整的双链 DNA 分子［7，9］(如图1)。第二个损伤链可以由二次重组来修复，也可以以被替换的受体链为模版合成新的互补链。

图1 酿酒酵母DNA同源重组修复过程Fig.1 The process of DNA homologous recombination repair in Saccharomyces cerevisiaes

1.2 HRR途径相关蛋白

Rad52上位显相组(epistasis groups)包括Rad50-57、Rad59、Mre11和 Xrs2共11个基因，其中保守性最高的是Rad51和Rad54，Mre11、Rad52和Rad50的主要序列中也存在保守区域。Rad52上位显相组基因主要序列的保守性表明对应蛋白的功能也具有保守性。酿酒酵母中，Rad52上位显相组基因在DNA的DSB修复及遗传重组过程发挥着重要作用，HRR途径也主要依赖于这类基因。

RAD51作为HRR中的核心蛋白，对于它的研究最为广泛，它在链侵入和修复性合成过程中发挥关键作用。RAD52、RAD54、RAD55、RAD57 及 RPA 能促进RAD51的链交换活性，其中RAD55、RAD57与RAD51的氨基酸序列具有较高的相似性，故称RAD55与RAD57为RAD51的同系物，RAD51与其同系物RAD55和RAD57形成杂合二聚体，该二聚体具有保守的ATP结合域和催化ATP水解的能力，从而可以促进RAD51发挥链转移功能，但RAD55及RAD57蛋白质均不表现出自身相互作用［10］。RAD51除了可以介导链侵入和修复性合成以外，还对于电离辐照等引起的DNA双链断裂在得不到适当修复时导致的染色体移位有抑制作用。MANTHEY G M等［11］研究认为RAD51作为DNA双链断裂修复所必需的蛋白，可以介导解离重复序列的基因转化，也可以通过单链退火效应抑制染色体转位的形成;这说明RAD51可以通过抑制染色体移位来减轻或消除DNA双键断裂带来的损伤。另外，RAD51与肿瘤相关基因具有一定的作用，它表达水平的失调可导致肿瘤的发生、发展，因而对于RAD51的研究还具有重要的临床意义。如杜利清等［12］研究发现RAD51蛋白在人体骨肉瘤组织肌细胞中高表达，然而这种高表达极有可能参与了骨肉瘤的化疗抵抗。不仅在HRR中Rad52上位显相组发挥着重要作用，而且非同源重组也主要由它来调控。酿酒酵母中，Mre11、Rad50和Xrs2突变使得非同源重组途径对DSB的修复能力较野生型酿酒酵母明显降低，这一过程不受 Rad51、Rad52、Rad54和 Rad57突变的影响［13］，这就说明 MRE11/RAD50/XRS2蛋白复合物同时在同源重组和非同源重组中都起重要作用。

HRR过程中，介导DSB修复的蛋白也参与无损伤的正常细胞生命活动中所发生的DNA重组。因此，DSB修复缺陷不仅造成对DNA损伤剂的敏感，而且影响正常生物机能，如会影响有丝分裂的重组、接合型转换及抗原受体基因的重排等［14］，因而对DNA重组及DSB修复的研究具有重要的实际意义。

非同源末端连接(non-homologous end joining，NHEJ)在重离子辐照导致的DSB的修复中也发挥着重要作用。由于NHEJ不需要同源序列，只需要蛋白-DNA复合体把DNA末端连接起来，因而NHEJ可发生在整个细胞周期中［15］，而HRR需要同源DNA模板的存在，所以主要发生在姐妹染色单体已经形成的S期和G2期。至于选择NHEJ还是HRR修复DSB，除了取决于细胞所处的周期外，还取决于损伤产生的DNA末端以及主要参与NHEJ和HR的两种蛋白Ku70/80和RAD52在DNA末端的结合能力［16］。一般认为高等真核生物中DSB的修复是以NHEJ起主导作用的，而对于酿酒酵母这样较为低等的真核生物则主要依靠HRR，而NHEJ相对较少，故不再详细介绍。

2 MMR途径

DNA在复制过程中出现的序列错误主要来自两方面:一是DNA复制时插入若干个与模板碱基不配对的核苷酸;二是外界环境因素，如重离子辐射等造成的序列错误。在正常细胞分裂时，碱基配对出现错误的概率仅约为 1/1010-1/109［17］，而在外界刺激作用下，出错几率明显提高，这对生物体的正常生命活动极为不利。MMR是一个从细菌到真核生物皆保守的DNA修复途径，它能够修复各种因素所导致的DNA碱基错配、片段插入或缺失、环形成等形式的DNA损伤以及DNA的结构异常，使DNA整体复制的保真度增加50-1000倍，从而维持生物体基因组结构稳定、降低基因突变、增强抵抗不良环境因素的能力。另外，MMR也被认为是BER途径的一个重要的候补修复途径［18］。

2.1 MMR途径的基本机制

MMR途径是在一系列相关蛋白的严格调控下对错配DNA进行修复，基本过程如下:(1)损伤位点的识别;MutS蛋白是MMR途径的识别成分，它首先辨认错配或未配对碱基并与之结合，然后在MutL参与下形成MutL-MutS-DNA复合物，同时增强MutSDNA复合体的稳定性［19］。(2)错配位点的剪切;MutL-MutS-DNA复合体激活核酸内切酶的活性，在错配位点附近对新合成的一股DNA链进行切割，然后在DNA解旋酶和单链DNA结合蛋白(SSS)的共同作用下使单链DNA被核酸外切酶将错配位点整段切除［20，22］。(3)DNA 修复合成;在 DNA 聚合酶Ⅲ及DNA连接酶的作用下，根据模板链的序列，填补新链被切除的部分，包括错配或未配对的碱基，从而完成整个错配修复过程(如图2)。由于切口与错配核苷酸相距较远，故这种修复系统是一种长片段修复(long-patch repair)，在整个过程中，错配的核苷酸只是其碱基与母链在配对上出现了问题，而核苷酸的基本结构是正确的，因此只需对错配碱基进行切除后再重新配对即可［21，22］。

2.2 MMR途径相关蛋白

图2 酿酒酵母DNA错配修复过程Fig.2 The process of DNA mismatch repair in Saccharomyces cerevisiaes

MMR是在多种蛋白相互协调和配合下进行的。在大肠杆菌中，MMR途径包括 MutS、MutL和 MutH修复蛋白，称作MutHSL系统。该系统主要依赖于MutS、MutL、MutH、4 个核酸外切酶、SSB、DNA 解旋酶Ⅱ、DNA聚合酶Ⅲ和DNA连接酶在内的11个相关蛋白［23］。在酿酒酵母中，MMR途径和大肠杆菌的MutHSL系统极为类似，具有相似的机制和同源的关键蛋白。在酿酒酵母的MMR系统中，发挥重要作用的蛋白有6个 MutS同源物，分别为:MSH1、MSH2、MSH3、MSH4、MSH5、MSH6，4 个 MutL 同源物分别为:PMS1，MLH1，MLH2，MLH3，但 MutH 同源物还没有在酿酒酵母中发现［24］。其中MSH1在线粒体错配修复中发挥关键作用，维持线粒体DNA复制的高保真度［25］。MSH2识别配错碱基并与相应序列结合形成MSH2-DNA复合物，从而启动修复过程，该复合物再与MLH1和PMS1所形成的异二聚体结合形成四聚体，引发错误核苷酸的切除。MSH3除了能与MSH2形成二聚体，在错配修复过程中起识别作用外，还具有维持简单重复序列稳定性的作用。尽管MSH4和MSH5是MutS的同源基因，但并不参与错配修复活动，而是参与减数分裂重组事件。当有错配发生时，MSH2分别于 MSH6、MSH3结合形成Mutsα和 Mutsβ复合物，MSH4和 MSH5结合形成Mutsr复合物。其中，Mutsα复合物的主要作用是修复单碱基和大片段的插入/缺失;Mutsβ复合物的主要功能是修复插入/错配环。Mutsα复合物具有ATP酶的活性，这对于它修复错配DNA是必须的，ATP水解作用表现出对于MutS二聚体、DNA和其他蛋白之间相互作用的调节能力。ANTONY E等［26］在对于MutS二聚体是如何利用ATP的研究中发现MSH6类似于S1亚基，快速水解ATP，而MSH2类似于S2亚基，对ATP的水解较慢。MLH1可以和PMS2、PMS1、MLH3形成 Mutlα、Mutlβ 和 Mutlr复合物，这些复合物具有识别配错碱基，插入或删除片段的修复以及避免突变的功能。与原核生物不同的是MutS和MutL均为异源二聚体，因此真核生物的MMR过程中链的识别和缺口的产生与原核生物有所不同。

在庞大的蛋白体系中，不同的损伤形式所需的蛋白种类也有所差异。STONE J E等［24］研究发现，对于碱基配错和单个碱基的插入或删除的修复主要需要 MSH2、MSH6、MLH1、PMS1 复合物，而 MSH3、MSH4、MSH5、MLH2、MLH3 却不是必需要的;对于由1-14碱基形成小环而造成的损伤主要由MSH2、MSH3、MLH1、PMS1 复合物修复，而 Mutlβ 和 Muls在DNA移码突变修复中作用很小。

还有一些其他参与MMR的相关物质，如核酸内切酶(除了核酸外切酶Ⅰ)、复制蛋白、复制因子和DNA聚合酶Ⅲ、DNA连接酶、单链结合蛋白等已经被证实，但是否还包含一些像DNA解旋酶Ⅱ和除了核酸外切酶Ⅰ以外的其他核酸酶还不太清楚［23］。同时还有一些新的成果不断出现，如钟天映等［27］通过建立易错PCR随机突变的方法对MutS进行功能研究，发现了新的功能位点A272，该位点在MutS结合错配DNA时起着重要的作用，为MutS的功能与结构研究提供了新的信息。

总之，在重离子束辐照酿酒酵母造成DNA碱基插入、丢失或错配的损伤修复中，MMR增强DNA复制的忠实性，降低自发突变率，诱导DNA损伤细胞凋亡而消除由突变细胞可能带来的不良后果，防止了错误累积从而维持基因组的稳定性，保障基因组复制的高精确性等方面的意义是不言而喻的。

3 BER途径

由于重离子辐照对酿酒酵母的间接生物学效应，引起DNA氧化损伤，该类损伤的修复主要由BER 途径来完成［28，29］。一般情况下，氧化 DNA 损伤会产生 AP位点(apurinic/apyrimidinic sites，AP位点)，AP位点的产生有两种方式，一种是通过N-糖苷键的自发水解作用而形成;另一种是通过DNA N-糖基化酶切除损伤或不适合位点而形成的。这类损伤会潜在的引起DNA复制和转录过程的突变，更严重的会导致致死性损伤的发生，因而会影响基因组的稳定性。另外，COOKE M S等［30］研究发现，与细胞核DNA(nDNA)相比，线粒体DNA(mtDNA)具有更高的不稳定性和氧化损伤敏感性，BER途径对nDNA和mtDNA损伤都有效。

3.1 BER途径的基本机制

尽管在酿酒酵母和哺乳动物细胞中BER过程很相似，但还是存在一些显著的不同，作为真核生物，它们在一些相关修复蛋白上存在着很高同源性。真核生物BER的机制为:(1)发生变化的碱基从脱氧核糖-磷酸盐链上水解下来，形成AP位点;在这个过程中，需要DNA糖苷酶的催化作用，这些只具有切割功能的糖苷酶即为单功能糖苷酶，还有一些DNA糖苷酶除了可以促进N-糖苷键的断裂，还具有AP裂解酶的活性，有利于DNA骨架的断裂，这些DNA糖苷酶即为双功能糖苷酶［28］。(2)在AP核酸内切酶(AP Endonuclease，APE)的作用下，识别和切除 AP位点;由于APE的作用使得脱氧核苷酸链发生单链断裂(SSB)而产生5'-脱氧核糖核酸(5'-dRP)末端。(3)通过DNA聚合酶β激活5'-dRP酶从而使5'-dRP释放出来，或者是在交叉DNA单链内切酶FEN1的切除作用下使5-dRP释放出来，结果产生了一个或多个核苷酸缺口。(4)这些缺口通过DNA聚合酶的作用而填充，同时一连串的DNA链通过DNA连接酶而连接起来;在这个过程中DNA聚合酶β的作用十分重要，陈月琴等［31］研究发现DNA聚合酶β的162位发生 Val→Ala突变，使得 DNA聚合酶 β在BER中的能力显著减弱，充分说明DNA聚合酶β在BER中具有重要的作用。

在酿酒酵母中，首先AP位点也可以通过APE识别和切除，随后在分叉DNA单链内切酶RAD27的作用下切除5'-dRP形成核苷酸缺口，紧接着是DNA聚合酶β对DNA的修复合成以及CDC2对缺口的连接步骤［32］。由于酿酒酵母缺乏拥有AP裂解酶活性的DNA聚合酶，故在此阶段，3种DNA N-糖基化酶赋予了AP裂解酶的活性，这3种糖基化酶分别是NTG1、NTG2和OGG1，这些AP裂解酶也可以识别和切除AP位点，使磷酸二酯键发生单链断裂而产生3'-脱氧核糖核酸(3'-dRP)末端，从而进入修复过程的下一步，它们主要参与了氧化DNA损伤的修复过程(如图3)。

图3 酿酒酵母中AP位点的碱基切除修复［36］Fig.3 Base excision repair of AP sites in Saccharomyces cerevisiaes

3.2 BER途径的相关蛋白

在酿酒酵母中，APE是BER途径的限速酶，它由APE1和APE2两个异构体组成［33］。APE1和 APE2分别是由基因APN1和APN2编码，而在线粒体中，主要是由基因APN1编码的APE1蛋白发挥作用［34］。DNA N-糖基化酶NTG1、NTG2和OGG1具有AP裂解酶的活性，这些酶是酿酒酵母所特有的。RAD27作为哺乳动物细胞中交叉DNA单链内切酶FEN1的同源物，在5'-dRP的切除形成核苷酸缺口的过程中发挥着重要的作用。

3.2.1 AP 核酸内切酶 APNl和 APN2 APN1 是由Apn1基因编码的，该基因位于酿酒酵母的Ⅺ染色体上，处于 Rad27基因的下游［32］。APN1是由367个氨基酸组成的单分子酶，其分子量约为41.4 kDa，包含了3个锌原子，锌原子的存在对于该酶的催化活性具有决定性的作用。另外，VONGSAMPHANH R等［35］研究发现APN1在转移到线粒体的过程中需要APN1与PIR1相互作用。APN1具有多个催化活性［36］:(1)具有AP核酸内切酶的活性，该活性作用是在突变产生的AP位点的5'端切开DNA链;(2)具有3'-磷酸二酯酶的活性，其作用是切除3'-dRP末端;(3)具有核酸内切酶的活性，作用是在5'-端切除氧化作用造成的DNA碱基损伤。因此，APNl是一个功能强大的酶，它具有多重活性，可以保护细胞核和线粒体免受由于内源性、外源性氧化和烷化剂对DNA的损伤。

APN2是哺乳动物细胞APE1的同源物，Apn2基因位于酿酒酵母的Ⅱ染色体上，对应的APN2蛋白是由520个氨基酸组成的蛋白，其分子量为59.4 kDa;APN2具有双重作用［37］:(1)催化 AP位点在5-端水解磷酸二酯骨架，由单链的断裂而产生3'-羟基和3'-dRP，这个作用和APN1相似。(2)具有3'到5'核酸外切酶的活性，可以切除多个核苷酸。

3.2.2 AP裂解酶NTG1、NTG2和OGG1 在酿酒酵母中，存在着3种AP裂解酶，分别是NTG1、NTG2和OGG1，它们的作用是主要修复由于氧化作用造成的DNA损伤。Ntg1、Ntg2、Ogg1基因分别位于Ⅰ、XIV和XIII染色体上，编码的蛋白的分子量大约都为40 kDa左右。Ntg1和Ogg1同时存在于细胞核和线粒体中，而Ntg2主要是在细胞核中，它们的作用是在AP位点的3'端切除磷酸二酯骨架，从而产生3'-dRP末端，在APN1蛋白缺乏的酿酒酵母细胞中，AP裂解酶NTG1、NTG2和OGG1的作用显得更为重要。YOU H J等［38］研究表明 Ntg1、Ntg2、Ogg1 基因同时缺失的菌株，DNA对于烷化剂的敏感程度比Apn1基因单缺失菌株更加强，这说明AP位点的大量累积在Ntg1、Ntg2、Ogg1基因缺失菌株中得不到有效地清除。张遵真等［39］在对OGG1的研究中发现，在众多的DNA氧化损伤中，8-羟基鸟嘌呤(8-oxoguanine，8-oxoG)形成频率最高、致突变性最强，可导致G:C→T:A颠换，体内特异性识别8-oxoG并将其切除修复的酶就是OGG1。因此，NTG1、NTG2和OGG1发挥的AP裂解酶的作用对于酿酒酵母清除AP位点十分有利，特别是对于APN1缺乏和APN1和APN2同时缺乏的细胞显得尤为明显。

3.2.3 分叉DNA单链内切酶RAD27 在酿酒酵母BER途径中，AP位点主要是通过APN1识别和切除的，这样往往产生单链断裂的5'-dRP末端，在随后的5'-dRP催化切除中需要哺乳动物细胞FEN1的同源物RAD27核酸内切酶的作用。RAD27是一种结构特殊的分叉DNA单链内切酶，它属于RAD2核酸酶家族成员，该类酶都具有5'到3'核酸外切酶的活性［40］。RAD27可以修复1个到5个核苷酸缺口，WU X等［32］研究发现在Rad27基因敲除的情况下，细胞对烷化剂的致死性效应十分的敏感。另外，由于在Apn1基因敲除的细胞中，AP位点主要是通过由AP裂解酶NTG1、NTG2和 OGG1切除的，所以对于Apn1基因敲除的细胞而言，分叉DNA单链内切酶RAD27对AP位点的切除并不是必需的。

4 讨论与展望

从生物学角度来讲，生理程序化DNA损伤和这些损伤序列对于多基因的表达调控是必要的［41］。然而，非生理程序化DNA损伤会干涉基因转录进程，进而影响正常的生命活动。因此，对于DNA损伤修复的研究十分重要，在某种意义上它决定着生命基本活动的完成［42］。

酿酒酵母作为真核模式生物，以单细胞形式存在，遗传物质包裹在细胞膜中，以细胞核DNA和质粒DNA形式存在。当重离子辐照时，注入离子通过直接或间接作用诱导遗传物质发生突变，注入离子的动量传递产生对细胞的直接作用，能量沉积则表现出对细胞的间接作用［43］。直接作用导致DNA发生链断裂，主要由HRR途径来修复;同时，重离子辐照产生大量的活性氧自由基(reactive oxygen species，ROS)所介导的间接作用对DNA造成氧化、碱基插入或缺失以及AP位点的形成等损伤［44］，主要由MMR和BER途径发挥修复作用。严格来讲，由于重离子辐照机制的复杂性和作用的多样性使得DNA损伤也多式多样，一般情况下，多种损伤形式处于并存状态，并且各个修复途径对于DNA损伤形式并没有严格的界定，因此在酿酒酵母遭受重离子照射时，HRR、MMR和BER途径联合启动，在多种蛋白质参与下，形成广泛而高效的网络系统，共同发挥DNA损伤修复作用。

由于生命本身的复杂性决定了DNA修复机制的多样性，使DNA损伤、修复与基因转录之间存在着复杂的关系，并且由于DNA损伤对基因转录的间接影响使这种关系更加复杂化。因此，对DNA损伤修复的研究还有很多机理不甚明了。例如，作为基因的载体，染色体在DNA的修复中扮演者重要的角色，在过去的研究中，学者们认为在DNA修复中染色体先要被展开，然后又要还原，似乎阻碍了DNA修复的进行，然而GASTON S等［45］最近的研究表明染色体的相关组件也能积极地促进DNA损伤的信号转导和修复。另外，与原核生物相比，酿酒酵母基因的复杂性给DNA损伤修复网络系统的研究带来新的挑战，所以对它的认识是一个逐渐深入的过程。

［1］CICCIA A，ELLEDG S J.The DNA damage response:making it safe to play with knives［J］.Mol Cell，2010，40:179-204.

［2］FILIPE M，Flávio A，Björn J，et al.Stimulation of DNA repair in Saccharomyces cerevisiaes by Ginkgo biloba leaf extract［J］.Food and Chemical Toxicology，2011，49:1361-1366.

［3］BEGLEY T J，SAMSON L D.Network responses to DNA damaging agents［J］.DNA Repair，2004，3:1123-1132.

［4］ZHANG Min，ZHU Rongrong，ZHANG Mingfeng，et al.High-energy pulse-electron-beam-induced molecular and cellular damage in Saccharomyces cerevisiaes［J］.Research in Microbiology，2012，7:1-12.

［5］SUWAKI N，KLARE K，TARSOUNAS M.RAD51 paralogs:Roles in DNA damage signaling，recombinational repair and tumorigenesis［J］.Semin Cell Dev Biol，2011，28(7):1-12.

［6］SALMON T B，EVERT B A，SONG B W，et al.Biological consequences of oxidative stress-induced DNA damage in Saccharomyces cerevisiaes［J］. Nucleic Acids Reserch，2004，12:3712-3723.

［7］JACKSON S P.Sensing and repairing DNA double-strand breaks［J］.Carcinogenesis，2002，23:687-696.

［8］柴国林，朱卫国.DNA的损伤与修复［J］.中华肿瘤杂志，2005，27(10):577-580.CAI Guolin，ZHU Weiguo.The damage and repair of DNA［J］.Chinese Journal of Oncology，2005，27(10):577-580.

［9］黄敏，缪泽鸿.DNA双链断裂损伤修复系统研究进展［J］.生理科学进展.2007，38(4):295-300.HAUNG Min，MIAO Zehong.Repair pathways in response to DNA double-Strand breaks［J］.Progress in Physiological Sciences，2007，38(4):295-300.

［10］陈汉春，彭兴华.Rad51同系物与DNA重组修复［J］.国外医学遗传学分册，2003，26(4):194-197.CHEN Hanchun，PENG Xinghua.The homologue of Rad51 on DNA recombination repair［J］.Foreign Medical Sciences(Section of Genetics)，2003，26(4):194-197.

［11］MANTHEY G M，BAILIS A M.Rad51 inhibits translocation formation by non-conservative homologous recombination in Saccharomyces erevisiae［J］.Plos One，2010，5(7):1-12.

［12］杜利清，白剑强，王小春，等.同源重组修复蛋白RAD51在骨肉瘤中的表达及其意义［J］.陕西医学杂志，2010，39(11):1443-1447.DU Liqing，BAI Jianqiang，WANG Xiaochun，et al.Expression and effect of RAD51 in osteosarcoma［J］.Shanxi Medical Journal，2010，39(11):1443-1447.

［13］ZHANG Zhanchun.Damage of ionizing radiation and repair gene［J］.Foreign Med Sec Radiat Med，2004，28(1):26-29.

［14］SYMINGTON L S.Role of RAD52 epistasis group genes in homologous recombination and double-strand break repair［J］.Microbiol Mol Biol R，2002，66(4):630-670.

［15］GENT D C，HOEIJMAKERS J H，KANAAR R.Chromosomal stability and the DNA double-stranded break connection ［J］.Nat Rev Genet，2001，2(3):196-206.

［16］WETERINGS E，DIK C，GENT V.Themechanism of non-homologous end joining:A synopsis of synapsis［J］.DNA Repair，2004，3:1425-1435.

［17］马守成，赵达.DNA错配修复和临床肿瘤新进展［J］.基础医学与临床，2011，1(12):1402-1405.MA Shoucheng，ZHAO Da.The news for MMH and clinical cancer［J］.Basic ＆ Clinical Medicine，2011，1(12):1402-1405.

［18］SLUPPHAUG G，KAVLI B，KROKAN H E.The interacting pathways for prevention and repair of oxidative DNA damage［J］.Mutat Res，2003，531(1):231-251.

［19］毕利军，周亚凤，张先恩.DNA错配修复与癌症的发生及治疗［J］.生物物理学报，2006，22(1):1-5.BI Lijun，ZHOU Yafeng，ZHANG Xianen.DNA mismatch repair and occurrence and therapy of cancer［J］.Acta Biophysica Sinica，2006，22(1):1-5.

［20］KUNKEL T A，ERIE D A.DNA mismatch repair［J］.Annu Rev Biochem，2005，74:681-710.

［21］MARTIN L，COFFEY M，LAWLER M，et al.DNA mismatch repair and the transition to hormone independence in breast and prostate cancer［J］.Cancer Lett，2010，291:142-149.

［22］刘卓，吴建新.DNA错配修复系统组成和功能的研究进展.现代生物医学进展，2008，8(6):1160-1164.LIU Zhuo，WU Jianxin.Advance of researches on the composition and function of DNA mismatch repair system［J］.Progress in Modern Biomedicine，2008，8(6):1160-1164.

［23］YUAN Fenghua，LAI Fangfang，GU Liya.Measuring strand discontinuity-directed mismatch repair in yeast Saccharomyces cerevisiaes by cell-free nuclear extracts［J］.Method，2009，48:14-18.

［24］STONE J E，PETES T D.Analysis of the proteins involved in the in vivo repair of base-base mismatches and four-base loops formed during meiotic recombination in the Yeast Saccharomyces cerevisiaes［J］.Genetics，2006，173:1223-1239.

［25］ZHANG Y，YUAN F，PRESNELL S R，et al.Reconstitution of 5'-directed human mismatch repair in a purified system［J］.Cell，2005，122(5):693-705.

［26］ANTONY E，KHUBCHANDANI S，CHEN S，et al.Contribution of Msh2 and Msh6 subunits to the asymmetric ATPase and DNA mismatch binding activities of Saccharomyces cerevisiaes Msh2-Msh6 mismatch repair protein［J］.DNA Repair，2006，5:153-162.

［27］钟天映，毕利军，张先恩.错配修复蛋白MutS的新功能位点［J］.中国科学，2011，(41)2:168-172.ZHONG Tianying，BI Lijun，ZHANG Xianen.New functional sites in MutS affect DNA mismatch repair［J］.Science China，2011，(41)2:168-172

［28］贾若欣，周峥嵘，万永杰，等.线粒体DNA损伤及其碱基切除修复的研究进展［J］.畜牧与兽医，2011，43(9):100-104.JIA Ruoxin， ZHOU Zhengrong， WAN Yongjie， etal.Process of mitochondrial DNA damage and its damage repair genes［J］.Animal Husbandry ＆ Veterinary Medicine，2011，43(9):100-104.

［29］YU Shanshan，QIN Wei，ZHUANG Guoqiang，et al.Monitoring oxidative stress and DNA damage induced by heavy metals in yeast expressing a redox-sensitive green fluorescent protein［J］.Current Microbiology，2009，58(5):504-510.

［30］COOKE M S，EVANS M D，DIZDAROGLU M，et al.Oxidative DNA damage:mechanisms，mutation and disease［J］.The FASEB Journal，2003，17(10):1195-1201.

［31］陈月琴，宋国华，冯龙，等.突变型DNA聚合酶β碱基切除修复活性的分析［J］.中国现代医药杂志，2009，11(3):43-46.CHEN Yueqin，SONG Guohua，FENG Long，et al.Analysis of base excision repair activity in mutant DNA polymerase β ［J］.Modern Medicine Journal of China，2009，11(3):43-46.

［32］WU X，WANG Z.Relationships between yeast Rad27 and Apn1 in response to apurinic/apyrimidinic(AP)sites in DNA［J］.Nucleic Acids Res，1999，27:956-962.

［33］HEGDE M L，ZRA T K，MITRA S.Early steps in the DNA base excision/single-strand interruption repair pathway in mammalian cells［J］.Cell research，2008，18(1):27-47.

［34］LI MX，ZHONG ZY，ZHU JW，et al.Identification and characterization of mitochondrial targeting sequence of human apurinic/apyrimidinic endonuclease 1［J］.J Biol Chem，2010，285(20):14871-14881.

［35］VONGSAMPHANH R，FORTIER P K，RAMOTER D.Pir1p mediates translocation of the yeast Apn1p endonuclease into the mitochondria to maintain genomic stability［J］.Mol Cell Biol，2001，22:1647-1655.

［36］BIOTEUX S，GUILLET M.A basic sites in DNA:repair and biological consequences in Saccharomyces cerevisiaes［J］.DNA Repair，2004，3:1-12.

［37］UNK I，HARACSKA L，JOHNSON R E，et al.Apurinic endonuclease activity of yeast Apn2 protein［J］.J Biol Chem，2000，275:22427-22434.

［38］YOU H J，SWANSON R L，HARRINGTON C，et al.Saccharomyces cerevisiaes Ntg1p and Ntg2p:broad specificity N-glycosylases for the repair of oxidative DNA damage in the nucleus and mitochondria［J］.Biochemistry，1999，38:11298-11306.

［39］张遵真.DNA修复基因 OGG1研究进展［J］.癌变、畸变、突变，2004，16(6):377-382.ZHANG Zunzhen.The research progress of OGG1 about DNA repair［J］.Carcinogenesis，Teratogenesis and Mutagenesis，2004，16(6):377-382.

［40］MOREAU S，MORGAN E A，SYMINGTON L S.Overlapping functions of the Saccharomyces cerevisiaes Mre11，Exo1 and Rad27 nucleases in DNA metabolism ［J］.Genetics，2001，159:1423-1433.

［41］NIEHRS C.Active DNA demethylation and DNA repair［J］.Differentiation，2009，77:1-11.

［42］KHOBTA A，EPE B.Interactions between DNA damage，repair，and transcription ［J］.Mutation Research，2012，736:5-14.

［43］宋道军，余汛，余增亮.低能离子束对微生物细胞的直接作用和间接作用研究［J］.高技术通讯，1999(1):47-50.SONG Daojun，YU Xun，YU Zengliang.Study on the direct and indirect action of N+ion implantation on D.radiodurans and E.coli［J］.High Technology Letters，1999(1):47-50.

［44］GIRARD P M，BOITEUX S.Repair of oxidized DNA bases in the yeast Saccharomyces cerevisiaes［J］.Biochimie，1997，79:559-566.

［45］GASTON S，SOPHIE E P.Prime，repair，restore:the active role of chromatin in the DNA damage response［J］.Molecular Cell，2012，46(29):722-734.