时间:2024-05-23
张 勇,郝元峰,张 艳,何心尧,夏先春,何中虎,3
小麦营养和健康品质研究进展
张 勇1,郝元峰1,张 艳1,何心尧2,夏先春1,何中虎1,3
(1中国农业科学院作物科学研究所/国家小麦改良中心,北京 100081;2CIMMYT, Apdo. Postal 6-641, 06600, Mexico, D.F.,Mexico;3CMMYT中国办事处,北京 100081)
作物营养和健康品质改良正在成为世界主要作物的重要研究方向和育种目标。文中围绕铁和锌、抗性淀粉和阿拉伯木聚糖、酚酸和植物固醇,从微量营养元素、功能性膳食纤维、膳食纤维、植物生物活性物质4个方面对小麦籽粒的营养品质研究进行评述,兼顾面筋过敏和赤霉菌毒素对人体健康的影响,概括与育种工作密切相关的分析测定方法、种质资源筛选、基因定位与育种研究进展。提出国内营养和健康品质研究的重点领域,建议加强四方面的工作,(1)优先进行与人体健康密切相关的铁、锌及其生物有效性影响因子植酸含量和植酸酶活性等微量营养元素、阿拉伯木聚糖和抗性淀粉等膳食纤维、酚酸和植物固醇等植物生物活性物质含量的分析,开展大规模营养元素普查工作,筛选营养价值高的育种亲本和材料;(2)加强抗赤霉病相关研究,并将其结果尽快用于育种;(3)通过关联和连锁分析开展基因定位和克隆,发掘基因功能标记或紧密连锁的分子标记,通过与常规育种紧密结合,推动生物技术育种实用化,加快品种选育进程,提高品质育种效率;(4)通过加强国际合作与国内协作,建立小麦品质研究协作网,推广普及现有实用技术并研究新型营养品质快速检测技术。
小麦;营养品质;微量元素;膳食纤维;抗性淀粉;赤霉菌毒素
小麦品质包括加工、营养和健康3个方面。20世纪国际上主要进行磨粉和食品加工品质改良,提高蛋白质和赖氨酸含量曾是营养品质的研究重点,但后者并未取得实质性进展。中国的小麦品质研究始于20世纪80年代,主要目标是改进面筋质量和食品色泽,大致可分为2个阶段。1981—1995年为起步阶段,当时随着温饱问题的逐步解决,小麦品质研究逐步提上议事日程,主要进行实验室筹建和优质品种筛选,建立了设备相对完善的品质实验室,基本摸清了中国小麦品质状况。第二阶段始于20世纪90年代中期,适逢农业产业结构调整,小麦品质改良工作获得了难得的发展机遇,在以下4个方面取得显著进展:(1)采用比较基因组学方法,克隆了麦谷蛋白低分子量亚基和多酚氧化酶活性等基因,发掘了50个育种可用的基因特异性标记,提出低分子量亚基命名标准品种,在国内主要育种单位及美国等14个国家得到广泛应用;(2)在基因、籽粒和面粉理化特性、主要面食品加工品质实验室评价方法与选择指标3个层次建立了中国小麦品种品质评价体系,在基因层次阐释了面条品质的内涵,明确了优质面包与饼干的选种指标,并对北方馒头品质进行了初步研究;(3)育成藁城8901、济南17、师栾02-1、济麦20、豫麦34和郑麦366等优质面包及一批优质面条主栽品种,少数优质饼干品种也得到推广,显著改善了中国商品粮的整体加工品质;(4)提出全国小麦品质区划方案,为产业发展提供了决策依据,从而为中国小麦品质研究走上规范化奠定了基础[1]。
近年来,随着社会经济的发展和生活水平的进一步提高,人们越来越关注谷类作物中微量营养元素、功能性膳食纤维、膳食纤维和植物生物活性物质对人体营养和健康的作用,营养和健康已成为近10年国际小麦品质研究的主题[2-5]。针对由于营养元素特别是微量营养元素摄入不足、吸收不良或过度消耗而导致的营养不良和由于膳食不平衡而导致的营养失衡这两个严重威胁人类健康的问题,国际上在21世纪初启动了2个影响较大的研究项目。一是旨在增加作物中与人体生长发育及健康有关的维生素、铁和锌等必需微量元素含量的生物强化(HarvestPlus)挑战计划,小麦方面的工作由国际玉米小麦改良中心(CIMMYT)负责[3-4];二是倡导全麦粉食品,旨在提高作物中有助于降低胆固醇含量、调节血糖代谢作用的膳食纤维、降低心脑血管等疾病发病率的酚酸等植物生物活性物质含量的健康谷物(HEALTHGRAIN)项目,由欧盟各成员国组织实施[4-5]。近几年,由法国倡导成立的国际小麦协作网(Wheat Initiative)十分关注小麦营养和健康价值,并提出了具体研究计划,为发展中国家服务的国际农业研究磋商组织实施的小麦研究项目也提出并已在实施营养、健康和加工品质并重的策略。总之,上述研究均期望通过育种途径来提高作物中相关营养元素含量,改善人体营养和健康状况,基本思路是明确各种营养物质与人体营养和健康的关系,建立可靠快速分析测定方法,在种质资源筛选的基础上,定位相关QTL并克隆基因,最终目标是培育抗逆广适高产的健康型小麦新品种[2-5]。
鉴于中国小麦营养和健康相关的研究刚刚起步,而这一研究又较加工品质更为复杂,文中将从微量营养元素、功能性膳食纤维、膳食纤维和植物生物活性物质4个方面对籽粒营养品质进行综述,并兼顾面筋过敏反应和赤霉病及其毒素对人体健康的影响,目的是为中国小麦营养和健康品质相关研究和改良提供信息。
1.1 重要性
除空气、水、碳水化合物、蛋白质、脂类和钙、磷等常量矿物质营养元素外,人体必需的营养物质还包括至少10种微量矿物质元素及13种维生素等[3]。微量矿物质元素和维生素统称为微量营养元素,其含量虽低,但对人体生长发育及健康至关重要,尤其是铁、锌和维生素A。目前,全球约20亿人存在不同程度的铁、锌和维生素A等微量营养元素缺乏。
人体内铁含量为4—5 g,主要以转运铁、铁血红蛋白、肝脾及骨髓中的贮藏铁和细胞组织中的贮藏铁4种形式存在。铁与氧气运输和氧化还原反应密切相关,对促进生长发育、增强抵抗疾病和调节组织呼吸等有重要作用,缺铁会导致营养性贫血。全球约16.2亿人患有不同程度的贫血,非洲、南亚及东南亚等地较为普遍,学龄前儿童患病比例可高达47.4%[6];中国缺铁性贫血患病率约20%,贫困地区儿童和孕妇可高达45%和35%[7]。每人每日铁摄入量推荐标准为10—15 mg[8]。
人体内锌含量为1.36—2.32 g。锌是多种生物酶的活性中心基团,可增强免疫功能、促进食欲、干扰病毒复制、促进伤口愈合、影响基因表达及细胞生长复制。缺锌影响生长发育和免疫力,引起各种皮肤炎症并造成心肌损伤。全球约17%人口锌摄取量不足[6]。每人每日锌摄入量推荐标准为12—15 mg[8]。
维生素A分为动物性(即维生素A)和植物性(维生素A前体或维生素A原,即类胡萝卜素),其中,最普遍的是β-类胡萝卜素。维生素A缺乏是造成“夜盲症”的主要原因,可导致儿童生长迟缓、贫血、免疫力下降[9]。全球约1.9亿学龄前儿童和 1 910万孕妇的血清视黄醇浓度低于0.70 μmol·L-1,其中患夜盲症的数量分别约为520万和980万,主要分布在非洲及东南亚[10]。
1.2 分析方法
电感耦合等离子发射光谱和原子吸收光谱是铁和锌等微量营养元素含量分析的标准方法,但费用高(±60元/样品),难以对育种材料进行大规模分析和筛选[11]。近年来逐渐得到应用的X射线荧光光谱法(X-ray fluorescence spectroscopy,XRF)采用X-Supreme 8000(Oxford Instrument plc,Abingdon,UK)或Bruker S2 Ranger (Bruker Corporation,Massachusetts,USA)仪器,具有不破坏种子、分析前准备简便、检测快速、低成本、高通量等优点,可同时检测多个元素,每天每台仪器可检测200份样品,已广泛用于分析育种材料的铁锌含量,显著提高了育种效率。高效液相色谱法(HPLC)是进行胡萝卜素含量分析的标准方法,但成本高,分析速度慢(20个样/d);分光光度计比色法和近红外光谱法(NIRS)已得到普遍应用,BioAnalyt公司开发了高通量iCheckTM Carotene方法,可用于育种材料的大规模快速分析和筛选。
1.3 资源筛选
铁和锌生物强化主要目标作物小麦的育种目标分别为60 mg·kg-1和40 mg·kg-1[3]。麦类作物间铁、锌含量存在较大差异,普通小麦及其近缘属锌含量高低顺序为黑麦>小黑麦>大麦>普通小麦>燕麦>硬粒小麦[12]。野生二粒小麦的铁、锌含量变异范围为26—86 mg·kg-1和39—140 mg·kg-1[13-14],硬粒小麦的铁锌含量分别为33.6—65.6 mg·kg-1和28.5—46.3 mg·kg-1[15]。普通小麦铁和锌含量的变异范围分别为23—88 mg·kg-1和13.5—76.2 mg·kg-1[16-20]。中国品种铁、锌含量分别介于28.0—65.4 mg·kg-1和21.4—76.2 mg·kg-1[18],澳大利亚品种分别介于28.8—56.5 mg·kg-1和25.2—53.3 mg·kg-1[19],CIMMYT品种分别介于25—56 mg·kg-1和25—53 mg·kg-1[20]。籽粒铁、锌含量受基因型、环境及其互作的显著影响,其中环境效应最大[18,20];但基因型效应远大于基因型与环境互作效应[18, 20-21]。因此,通过遗传改良来提高籽粒中铁锌含量是可行的。
Graham等[22]研究表明,缺锌是引起缺铁性贫血的终极根源,因此,当前国际上微量营养元素的改良已由过去的铁、锌并重改为以提高锌含量为主。CIMMYT选育的锌生物强化小麦品种SAI ZINC SHAKTHI的锌含量比对照品种增加14 mg·kg-1,于2014年在印度审定,并已在印度和巴基斯坦推广种植[23]。笔者育成的中麦175锌含量高达42 mg·kg-1[18],已分别通过北部冬麦区和黄淮旱肥地两次国家审定及北京等5省市审定。
1.4 基因定位和克隆
Tiwari等[24]在普通小麦2A、7A染色体定位2个铁含量QTL,其中7A染色体QTL同时与锌含量相关,可分别解释表型变异的11.7%—12.6%和18.8%;并在1B和2B染色体定位2个锌含量QTL,其中2B染色体QTL同时与铁含量相关,可分别解释表型变异的23.1%—35.9%和22.2%[25]。Peleg等[26]利用四倍体和野生二粒小麦群体在2A(2)、2B、3A、3B、4B、5A、6A、6B、7A和7B染色体定位11个铁含量QTL,在2A(2)、5A、6B、7A和7B染色体定位6个锌含量QTL,其中7A染色体铁、锌含量QTL位点所在标记区间相同,可分别解释表型变异的3.7%—16.4%和4.6%—16.7%。Srinivasa等[27]利用斯卑尔托和普通小麦群体在2A、2B、3D、6A、6B和1A(3)、2A、3B染色体分别定位5个铁锌含量QTL,可分别解释表型变异的4.3%—16.5%和1.8%—27.1%。Shi等[28]在普通小麦4A、4D、5A和7A染色体定位4个锌含量相关QTL,可分别解释表型变异的5.7%—14.6%。Hao等[29]在普通小麦2B和3A染色体定位2个锌含量QTL,可分别解释表型变异的10%—15%。已定位的19个铁和20个锌含量QTL分别分布在11和12条染色体,以A和B组染色体居多;2B和7A染色体的部分QTL位点同时与铁和锌含量相关,这与铁、锌含量的品种间存在明显的亲源关系相一致[18],说明这些QTL同时可用于改良籽粒的铁和锌含量。由于所用群体和标记不同,2A、2B、7A染色体所定位QTL的异同还有待进一步验证。
1.5 铁锌生物有效性影响因子植酸和植酸酶活性
小麦籽粒中铁和锌主要以植酸盐螯合物形式存在,在自然界无法自行降解,只能通过植酸酶分解为无机磷和低磷酸化的肌醇衍生物,才能被人和其他体内缺乏植酸酶的单胃动物加以有效利用[30],因此,植酸是影响铁和锌生物利用率的主要限制性因子。已通过化学诱变获得低植酸含量小麦[31],但其种子活力和幼苗长势显著低于正常种子,产量也显著降低[30]。植酸还可降低种子黄曲霉毒素含量,并降低癌症发病率,因此,籽粒中的植酸含量应保持在一定水平。提高植酸酶活性是提高铁锌吸收利用率、解决与铁锌等营养元素含量不足相关问题的重要途径。植酸酶在小麦、黑麦及小黑麦籽粒中的活性高于其他作物[30,32],可根据氨基酸序列同源性和酶的适宜酸碱度、植酸水解特异位置等生化特性分为PhyA、PhyB、PhyC三类[30]。植酸酶在面包和馒头等食品制作过程中活性显著增加,从而加速植酸盐的降解,促进人体对铁锌等的有效吸收利用[32]。植酸含量通常采用酸解和碱解成无机磷的方法来测定,植酸酶活性通常利用酶水解植酸钠形成无机磷,通过测定无机磷的释放量来确定[33]。
品种间籽粒中植酸含量和植酸酶活性存在显著差异,中国普通小麦品种的植酸含量和植酸酶活性变异范围分别为2.2—13.8 g·kg-1和10—1 759 U·kg-1[16, 34],印度及CIMMYT品种和人工合成种的植酸含量介于11.7—19.3 g·kg-1[35]。品种、环境及其互作效应均显著影响植酸含量和植酸酶活性,其中品种效应最大,其次为品种和环境互作效应[34]。有关小麦植酸含量和植酸酶活性的QTL定位和基因克隆方面的内容尚未见报道。
2.1 生理功能
功能性膳食纤维主要是指抗性淀粉,指120 min内在健康人体的小肠中不能被消化吸收而转移至大肠的淀粉及其降解产物,是当前国内外营养和功能食品领域的研究热点[36]。根据属性和结构,抗性淀粉可分为五类,其中RS1存在于谷物种子和块茎的细胞壁中,必需釆用特殊技术打破细胞壁才能接触到淀粉消化酶,因此,该类淀粉无法消化,对人体作用很小;RS2具有紧密的晶体结构,在小肠中难以消化;RS3由老化或重结晶的直链淀粉组成,形成于食物烹饪和淀粉凝胶冷却过程中;RS4是一类与化学物质发生交联反应的变性淀粉;RS5是一类由直链淀粉与脂肪组成的高直链淀粉含量复合物,主要成分为不溶于水的多聚葡萄糖,对α淀粉酶降解具有一定抗性[37]。抗性淀粉具有以下四大生理功能,具体受其颗粒大小、形状、结晶度及相关脂质、蛋白和直链淀粉含量等性质影响:(1)改善肠道环境并预防结肠癌等肠道疾病,(2)显著降低餐后血糖指数并控制Ⅱ型糖尿病病情,(3)提高盲肠中短链脂肪酸含量及其吸收利用率并预防脂肪肝和肥胖,(4)使小肠中不被吸收的矿物质进入盲肠,经发酵加以吸收利用。需要说明的是,与作物改良有关的研究主要集中于直链和支链淀粉的含量及其比例,与此相关的RS2和RS3开始受到关注[36]。
2.2 分析方法
抗性淀粉含量测定方法包括活体试验法和体外测定法2种。早期的活体试验法是让已切除结肠的病人食用含抗性淀粉的食物,定时收集并测定其排泄物中的多糖含量,之后发展成通过肠道插管进行小肠和大肠灌注来进行分析[38]。该方法昂贵、不易操作,且结果易受参试人员个体生理特性差异影响。体外测定法是在模拟的胃肠道消化生理环境中,将去除蛋白质和可消化淀粉的抗性淀粉酶促水解,定量分析其水解产物葡萄糖。该方法相对简便、快速(分析时间3 h左右),已为大多数研究者所采用。根据蛋白质和可消化淀粉水解酶的不同及其使用差异、淀粉水解产物的去除方法,体外测定法又可分为多种方法[39],可以分别对RS1、RS2和RS3进行分析。爱尔兰Megazyme公司生产的抗性淀粉试剂盒具有分析精度高(5%误差范围内)、快速(24样品/天)、费用合理(50样品/试剂盒,50元/样品)等优点,已开始得到广泛应用。
2.3 遗传改良
抗性淀粉含量与直链淀粉在总淀粉中的比例密切相关,改变谷物中直/支链淀粉比例是提高淀粉营养和保健功能的主要途径[39]。参与淀粉合成的酶主要有ADP-葡萄糖焦磷酸化酶(AGP)、颗粒结合淀粉合成酶(GBSS)、可溶性淀粉合成酶(SS)、淀粉分支酶(SBE)和去分支酶(DBE)。GBSS分为GBSSⅠ(即Waxy蛋白)和GBSSⅡ,其中GBSSⅠ蛋白编码基因对直链淀粉含量的影响较大[40]。可溶性淀粉合成酶包括SSⅠ、SSⅡ、SS Ⅲ和SSⅣ,其中SSⅠ和SSⅡ编码基因位于第7染色体,在胚乳发育早中期表达;SSⅠ与短链葡聚糖合成有关,SSⅡ与支链淀粉短链合成有关;SSⅢ和SSⅣ编码基因位于第1染色体,与支链淀粉的长链合成有关[39]。淀粉分支酶(SBE)包括SBEⅠ和SBEⅡ两种,其作用是将α-D-(1,4)糖苷键转变成α-D-(1,6)糖苷键,形成支链淀粉,其中,SBEⅡ又可分为a和b两种。降低SSⅡ和SBEⅡ酶活性可以显著提高直链淀粉含量,进而增加抗性淀粉含量[39, 41]。
普通小麦籽粒中抗性淀粉含量介于5.2—15 g·kg-1[42],通过自然变异还没有育成高直链淀粉品种。诱变技术已成功用于培育高直链淀粉含量品种,通过降低SBEⅡb活性,已分别获得直链淀粉含量高达90%的玉米品系和65%—70%的大麦品种Himalaya 292,其中由后者制成的早餐食品约占澳大利亚市场的5%,但该突变对小麦效果不明显[43-44]。Regina等[44]通过降低SBEⅡa活性,创制了直链淀粉含量约为80%的小麦材料。RNAi等转基因技术已开始用于创制高直链淀粉含量小麦[36]。澳大利亚CSIRO研制的高直链淀粉小麦ARISTA预计将于1—2年内上市。
2.4 商业化应用
抗性淀粉在膨化早餐谷物、饼干、糕点和通心粉等食品领域已得到成功应用[37]。添加抗性淀粉可以在不影响蒸煮品质的情况下,增加意大利通心面的硬度、膨胀性和脆性,明显提高普通小麦的蛋糕体积、高度和气孔数[36]。与添加纯膳食纤维相比,高抗性淀粉可以使功能饮料具有一定的粘稠度和轻微的沙砾口感,更容易被消费者接受[37]。目前,对面条和馒头等中国传统食品中抗性淀粉的适宜添加比例尚不清楚,如何通过改进食品加工技术来改善高抗性淀粉含量食品的外观和感官品质,提高消费者的接受程度,满足其营养和健康的双重需求,有望成为今后中国高抗性淀粉小麦的研究重点。
3.1 生理功能
膳食纤维由在小肠中无法消化吸收,而在大肠中被肠道菌群加以降解的碳水化合物组成,主要为非淀粉多聚糖。高膳食纤维食品可以使餐后血糖反应平稳,有助于维持肥胖症和糖尿病患者的正常身体机能[45]。欧洲国家每人每日膳食纤维的摄入量推荐标准为11—33 g[46]。
谷物中非淀粉多聚糖主要指阿拉伯木聚糖(AX),约占其含量70%,包括水溶性(WE-AX)和水不溶性(WU-AX)两种。在植物内源和外源木聚糖酶及结肠菌群的作用下,AX分解产生阿拉伯木聚糖-低聚多糖(AXOS),AXOS具有益生元的功能,AX和AXOS对提高机体免疫功能、减轻过敏反应、增加饱腹感、提高葡萄糖和脂质代谢、抑制肿瘤形成等具有重要作用[47]。阿拉伯木聚糖的主链由β-D-吡喃木糖残基通过β-1,4糖苷键连接而成,其C(O)-2和C(O)-3位置可单独或同时被取代,最常见的取代基为单个α-L-阿拉伯呋喃糖和α-D-葡萄糖醛酸。阿拉伯呋喃糖(Ara)和吡喃木糖(Xly)的比例(A/X)及取代方式是描述AX结构特点的重要指标,品种间和籽粒不同部位存在明显差异。某些阿拉伯糖残基的C(O)-5位含有酯键相连的阿魏酸(Ferulic acid,FA),其含量虽仅占WE-AX和WU-AX的0.2%—0.4%和0.6%—0.9%,但通常与木糖残基的C(O)-3位相连[48],对AX的结构、理化性质和功能特性有重要影响。FA含量高、分子量大、主链取代率低均有助于AX形成凝胶,使动物肠道中食糜的体积增大、黏度增高,从而降低其表观代谢功能,这是引起AX抗营养性的直接原因[49]。
3.2 分析方法
AX分析包括比色和色谱2方法。高效液相色谱法将AX水解成单糖后,经液相色谱分离,或将单糖衍生化后经气相色谱分离,分析时AX含量为阿拉伯糖和木糖之和。为排除葡萄糖干扰,分析前需利用淀粉酶除去淀粉[50]。色谱法准确、特异性强,可提供单糖组成信息,但对仪器要求高,流程复杂,费时(4个小时以上)。比色法是AX在强酸作用下水解为戊糖,脱水生成糠醛,再与间苯三酚或地衣酚等显色剂反应生成有色复合物,根据其颜色与AX含量呈正比的关系来计算AX含量,可通过双波长比色法来消除样品中己糖的干扰。比色法简便、快速(分析时间1 h以内),其中间苯三酚法操作简单高效、无需酸解,所测WE-AX和TOT-AX含量较气相色谱法偏低[51],但二者分析结果高度相关(=0.99)。由于面粉水提物相对黏度WEAX-viscosity与WE-AX的含量和A/X显著相关(=0.80),也可用于间接测定WE-AX的含量[52]。
3.3 遗传变异
小麦面粉和籽粒中TOT-AX含量的变异范围分别为1.35%—2.75%和3.75%—10.74%[52],籽粒中WE-AX含量稍高于面粉[53],二者变异范围分别为0.30%—1.40%和0.38%—0.91%[52]。WE-AX、WU-AX和TOT-AX含量受基因型和环境的显著影响,基因型是影响WE-AX含量的主要因素,基因型和环境互作效应不显著[53]。Dornez等[54]认为,环境对TOT-AX含量作用不显著,且基因型与环境互作效应大于基因型效应;但Li等[55]认为,基因型、环境及其互作对3种AX含量均有显著作用,且环境效应大于基因型和基因型与环境互作效应。上述研究结果的差异可能与材料背景和环境有关。WE-AX含量、A/X及WEAX- viscosity的广义遗传力均较高,介于0.75—0.83[56];而TOT-AX含量的广义遗传力较低,为0.51左右[57]。
3.4 基因定位
与AX含量和结构相关的QTL分布在1AS、1BL、3BS、3BL、5DL、6AS、6AL和7AS染色体,其中1BL和7AS染色体QTL效应较大,可分别解释表型变异的16.1%—36.4%和19.7%[48]。Martinant等[58]将控制WE-AX含量和A/X的QTL定位在1BL染色体,可分别解释表型变异的32%—37%和35%—42%,其中7A染色体影响WE-AX含量的QTL与一个控制面包体积的QTL位置相同。Quraishi等[59]进一步将该QTL定位在一个4.6 cM的标记区间,并在3D、4B、5D和6B染色体定位4个WE-AX含量QTL。通过整合连锁分析结果,在1B、3D和6B染色体定位3个AX含量meta-QTL,将AX含量和结构相关QTL定位在1B、3A、5B、6B、7A和7B染色体[60]。Charmet等[61]进一步证实了1BL染色体QTL的作用,并在6BS染色体定位2个主效QTL和8个与AX密切相关的酶,其中7A染色体咖啡酸-O-甲基转移酶(Caffeic acid O methyltransferase,COMT)与WE-AX的A/X显著相关。Yang等[62]在1B、1D、3B和5B染色体定位4个TOT-AX含量QTL,可分别解释表型变异的3.7%—14.6%,在1A、1B、2B、3B、5A、5B、6B、7A和7B染色体定位9个WE-AX含量QTL,可分别解释表型变异的3.8%—15.2%。通过关联分析,Bordes等[63]在1B、3B、4D、5B、5D、7A、7B染色体定位7个与WE-AX含量显著相关的位点,进一步证实1BL染色体QTL效应较大且稳定。Nguyen等[57]在2A、3D、4D和6B染色体定位4个TOT-AX含量的加性QTL,并在1A和7A、3D和4D染色体定位2对上位性QTL。已经定位的AX含量和结构相关QTL分布在14条染色体,其中1BL和7AS染色体QTL已经得到确认,且效应较大,进一步精细定位并克隆该基因将有助于阿拉伯木聚糖的遗传改良。
小麦籽粒中常见的植物生物活性物质包括酚酸和黄酮、叶酸、植物固醇、生育酚、生育三烯酚[5]。酚酸和黄酮是谷物中含量最多的酚类化合物[64-65],抗氧化能力强,可维持人体内氧化剂和抗氧化剂平衡。酚酸的主要成分包括阿魏酸、咖啡酸和香草酸、水杨酸,分别属于肉桂酸和苯甲酸衍生物;黄酮的主要成分包括花青素、黄烷-3-醇类、黄酮醇、类黄酮和异黄酮,二者在谷物中均主要以结合态存在,通过酯键或糖苷键与细胞壁结构物质纤维素、木质素和蛋白质等连接,在小肠中经微生物发酵后被消化吸收[65-66]。谷类作物以小麦籽粒中所含酚酸和黄酮较为丰富,主要存在于种皮和糊粉层[65,67]。欧洲、加拿大和美国小麦籽粒酚酸含量的变异范围为326—1 171 μg·g-1,斯卑尔脱小麦的变异范围为190—720 μg·g-1[2,5],中国小麦的变异范围为541—884 μg·g-1[68]。欧洲国家小麦籽粒中黄酮总含量变异范围为213—259 μg·g-1,中国小麦的变异范围为147—397 μg·g-1[65,69]。
叶酸是一种水溶性B族维生素,由喋呤啶、对氨基苯甲酸和谷氨酸等组成。叶酸缺乏可引发巨红细胞性贫血及白细胞减少症,孕妇怀孕前3个月内叶酸缺乏可导致胎儿神经管发育缺陷,增加裂脑儿和无脑儿的发生率[70]。普通小麦品种间叶酸含量差异很大,介于300—800 μg·g-1;二倍体、四倍体和斯卑尔脱小麦的叶酸含量较高,变异范围分别为480—660、500—930和610—900 μg·g-1[71]。
植物固醇是一类以环戊烷全氢菲为主体,伴以3位羟基的甾体化合物,具有降低胆固醇、预防动脉粥样硬化等心血管疾病的作用。美国食品药品监督管理局于2000年批准了含植物固醇类物质的功能性食品[72]。普通小麦和斯卑尔脱小麦植物固醇含量的变异范围分别为670—960 μg·g-1和880—1 000 μg·g-1[73]。
自然界中已知的维生素E可分为生育酚和生育三烯酚两类,各存在α、β、γ、δ 4种同分异构体,其中β-生育三烯酚和α-三烯酚是其主要成分。类间区别主要表现在侧链结构,生育酚侧链为饱和脂肪酸,生育三烯酚侧链为含3个双键的不饱和脂肪酸。维生素E在动物的生殖、抗老化、神经及免疫等系统中必不可少。普通小麦籽粒中生育酚和生育三烯酚含量的变异范围均为20—80 μg·g-1[74]。
上述所有植物生物活性物质均可采用气相色谱(GC)、高效液相色谱、高效液相色谱质谱联用(HPLC-MS)、超高效液相色谱(UPLC)及核磁共振(MRI)等标准检测方法进行分析,成本高,这制约了其研究的深入开展[2,5]。有关植物生物活性物质方面的研究很少,且多为遗传变异内容,尚未见相关QTL定位报道。
随着食品工业的发展,越来越多的人受过敏的困扰,与小麦相关的过敏反应可分为乳糜泻(celiac disease)、非腹腔过敏(nonceliac wheat sensitivity)、果糖不耐受(fructose malabsorption)和过敏性肠道综合症(irritable bowel syndrome)等,过敏原包括蛋白质、菊粉和果聚糖等,具体见表1。过去几年面筋过敏症是发达国家的热门话题,无面筋产品消费量迅速增加[76],但公众对小麦引起过敏的原因并不十分清楚。
表1 小麦相关过敏反应的流行性及其过敏原
文献来源:Kucek等[75],-表示资料不详 Souce: KUCEK et al[75]. - indicates information not available. ATIs, amylase-trypsin inhibitors
5.1 乳糜泻
乳糜泻又称人白血球抗原DQ2和/或DQ8慢性免疫性肠道病,是世界上最常见的自体免疫性疾病,表现为各种肠萎缩症状,包括营养不良、腹泻、疼痛和消瘦,可通过皮炎、疱疹和神经失调症状加以诊断[76]。乳糜泻患者在消化面筋时,有部分不易降解的大分子量多肽通过增加小肠上皮细胞渗透性,被转运到抗原细胞层,与人白血球抗原DQ2或DQ8结合。当人白血球抗原重新与抗原细胞结合时,这部分被T细胞识别的面筋多肽被释放到T细胞,使其增殖并与面筋紧密结合,进入Th1细胞效应器后通过分泌细胞因子干扰素,使人感染肠炎。醇溶蛋白、谷蛋白和黑麦碱等面筋蛋白是引起乳糜泻的主要过敏原。可被T细胞识别的过敏原蛋白大部分为D基因组编码的α和ω醇溶蛋白,少数为B基因组编码的α醇溶蛋白,极少数为A基因组编码的α和γ醇溶蛋白。一种含33个单体的高度免疫性抗消化α醇溶蛋白多肽作为一种标记,已经用于临床诊断乳糜泻免疫反应[75]。因此,一粒、二粒和硬粒等不含D基因组的小麦所引起的乳糜泻反应普遍低于普通小麦,部分一粒小麦品种甚至没有细胞毒性,二粒和硬粒小麦的免疫反应介于普通小麦和一粒小麦之间;含D基因组的斯卑尔脱小麦引起的细胞毒性则与普通小麦相似[77]。现代普通小麦品种间引起乳糜泻反应的差异很大,已有文献表明,农家种引起的乳糜泻反应一般低于现代改良品种,最容易引起过敏反应的普通小麦中现代改良品种约占91%;但引起过敏反应最严重的品种为农家种,这说明人类已经长期受小麦过敏反应的影响[75]。α和ω醇溶蛋白的含量易受成熟期温度和土壤肥力等环境因素的显著影响[78],大量施用氮肥可能是导致面制品中α和ω醇溶蛋白含量增加的直接原因。转基因技术已经成功用于降低乳糜泻抗原含量,通过RNAi技术可以使α和γ醇溶蛋白含量分别降低91%和81%,且ω醇溶蛋白不表达,从而显著降低乳糜泻反应[79]。
5.2 过敏
小麦过敏最典型的症状包括烘焙师哮喘(Baker’s asthma)和鼻炎(rhinitis)、特异反应性皮炎(urticaria)及消化不良(anaphylaxis)[80]。小麦依赖性运动诱导型过敏症(wheat dependent exercise-induced anaphylaxia)通常在青少年食用面食品后运动时发生,过敏原包括大量谷蛋白、清蛋白和球蛋白。面包师哮喘和鼻炎多在经常暴露于粉尘颗粒的烘焙师和制粉师中发生,大多与淀粉-胰蛋白酶抑制剂、α和ω醇溶蛋白、低分子量谷蛋白有关,特异反应性皮炎大多与CM3型淀粉-胰蛋白酶抑制剂、α和γ醇溶蛋白有关。通常1 g左右的过敏原即可引起成人的过敏反应,儿童的过敏原剂量甚至不到10 mg。一粒、二粒小麦中能引起过敏反应的ω-5醇溶蛋白含量显著高于普通小麦,但其氨基酸序列与普通小麦显著不同,有关该序列对过敏反应的作用机制尚不清楚[81]。硬粒小麦的淀粉-胰蛋白酶抑制剂和其他清/球蛋白的免疫球蛋白反应低于普通小麦,斯卑尔脱小麦ω-5醇溶蛋白含量及其引起的过敏性反应也低于普通小麦[82]。普通小麦品种间ω-5醇溶蛋白含量差异可达10倍,其与免疫球蛋白的结合能力差异可达6倍[78]。含黑麦1RS染色体易位系的普通小麦中ω-5醇溶蛋白含量低,一般不会引起小麦依赖性运动诱导型和风疹过敏反应[78]。通过RNAi技术可部分或全部抑制ω醇溶蛋白的表达,显著降低淀粉-胰蛋白酶抑制剂、丝氨酸蛋白酶抑制剂等过敏原的含量;但其α醇溶蛋白的含量会显著增加,因此,虽然可以部分减轻运动诱导型过敏症状,却加重了乳糜泻患者的负担[83]。需要说明的是,过敏患者与小麦品种间存在互作反应,对某些患者没有影响的小麦品种可能会引起另一些患者的过敏反应[82]。
5.3 非腹腔过敏
除乳糜泻和过敏外,其他各种与小麦相关的过敏反应可统称为非腹腔过敏,患者非常普遍,症状与乳糜泻相似,但程度较轻,且绒毛不萎缩,对其致病性原因尚不明确[75]。与普通人相比,该类人群患人白血球抗原DQ2和/或DQ8的遗传倾向较高,所含面筋特异性抗体也较高。部分患者易受果聚糖影响,其消化道中不能吸收的果聚糖经细菌发酵可引起腹部疼痛和胀气,低果聚糖含量食品可帮助缓解其症状[75]。非腹腔过敏、果聚糖不耐受和过敏性肠道综合症的很多症状相似,因此常难以确诊。斯卑尔脱小麦的果聚糖含量最高,其次为一粒、二粒和硬粒小麦,普通小麦含量最低[84]。
需要说明的是,尽管品种间引起的过敏反应差异很大,但到目前为止,尚没有充分证据证明哪些醇溶蛋白与此有关,因此,有关育种工作尚处于观望阶段。此外,随着20世纪中后期食品工业的发展,小麦面筋由于提取成本远低于大豆、乳清和酪蛋白,被大量用于改善烘焙制品的结构,并作为肉食品、重组海鲜和素食肉替代品的加工粘合剂和蛋白催化剂使用,超市中约29.5%的食品都含有小麦蛋白。提取出来的面筋也可能产生重组过敏原,使原来不过敏的人群对添加面筋的肉制品过敏。食品工业的发展同样也使非腹腔过敏、果聚糖不耐受和过敏性肠道综合症变得更复杂,在食用低脂食品时,消费者经常吃到从菊苣根或菊芋中提取出来、常用作膳食纤维和脂肪替代品的菊粉[75],从而加重非腹腔过敏、果聚糖不耐受和过敏性肠道综合症患者的症状。因此,对于面筋过敏来说,首要的工作是建立标准检测分析体系,对小麦中所含各种成分进行分析和筛选,并确定过敏原,为消费者和育种家提供信息。但由于制粉和烘焙中使用的面粉通常来自于多个品种,消费者很难确切知道所购买的具体小麦品种,且食品工业中使用的添加剂众多,因此,有必要对市场中流通的产品进行标识。
6.1 赤霉病及其毒素危害
小麦赤霉病是一种流行于温暖湿润地区的世界性病害,主要发生在东亚、欧洲、北美和南美南部[85]。中国主要流行区包括长江中下游和东北东部春麦区;自20世纪80年代起,逐渐向黄淮麦区扩展,2000年以后流行频率不断增加,发病面积持续扩大,尤其是近几年发病均较重,2010和2012年江苏、安徽、湖北、山东、河南、河北、陕西和四川等省甚至出现暴发性流行,赤霉病已成为该区域的重要病害[86]。该病害在中国的主要病原菌为亚洲镰刀菌()和禾谷镰刀菌(),产生的毒素以脱氧雪腐镰刀菌烯醇deoxynivalenol(DON)及其衍生物3ADON、15ADON和DON-3G为主,常伴以雪腐镰刀菌烯醇(NIV)、玉米赤霉烯酮(ZEN)及其衍生物[86]。赤霉病可导致小麦减产5%—10%,甚至绝收;更为重要的是,DON对人畜危害严重,已成为国际普遍关注的焦点问题。摄入过量DON污染的谷物及其制品会致人呕吐、头晕、腹泻,并导致胃肠、神经、免疫、生殖等系统的功能障碍。从1990年开始,赤霉病在美国的流行频率明显增加,导致受DON污染的谷物大幅贬值,降级为饲用甚至无法出售,为此美国于1997年启动了小麦和大麦赤霉病研究计划,每年投入约500万美元。赤霉病还成为加拿大和欧洲的重要病害。气候变化、高感品种的大面积推广和小麦/玉米轮作的增加是导致上述地区赤霉病加重的主要原因。
许多国家和地区都制定了谷物和食品中DON的最大允许浓度,欧盟规定未加工的小麦籽粒、面包和饼干、婴儿食品中DON含量的最高值分别为1 250、500和200 μg·kg-1。美国规定面食品中的DON含量不能超过1 000 μg·kg-1。加拿大规定未清选的小麦籽粒中DON含量不能超过2 000 μg·kg-1,其中婴儿食品必须低于1 000 μg·kg-1[87]。中国小麦及其制品中允许的最大DON残留量为1 000 μg·kg-1,但实际生产中DON污染非常严重,具体内容可参见史建荣等[86, 88]文献。
6.2 分析方法
DON的检测方法很多,主要分为理化和免疫学两大类,各自包含多种方法,其原理与优缺点在Gilbert等[89]综述中已有详尽论述,在此只对其中的代表性方法加以简要介绍。理化检测的代表性方法为高效液相色谱-质谱联用,是毒素测定的标准方法,精确度高、稳定性好,可同时检测多种毒素组分并准确区分DON及其衍生物,但所用仪器设备昂贵,需专业人员操作,分析样品需提取和纯化,这使其应用范围受到限制。免疫学检测代表性方法为酶联免疫吸附试验(ELISA),在中小型实验室广为应用,具有特异性高、敏感性强、方便快捷等优点,但每个试剂盒只能检测一种毒素,且样品中的毒素成分会发生交叉反应,使目标毒素的浓度检测结果偏高。总体来说,HPLC-MS和ELISA都需要使用专业检测仪器,毒素提取程序或繁或简,均不适用于毒素污染的快速检测。酶标试纸条(Dipstick)和免疫层析试纸条(Immunochromatographic Lateral Flow Assay)在很大程度上解决了这一问题,但只能作定性分析,辅以比色卡或简单仪器可以实现半定量化分析[89]。近红外技术在单个籽粒的DON含量测定方面已经开始得到应用,适合于育种材料的早代选择[90]。
6.3 种质筛选
虽然赤霉病最大的危害来自于DON,且其检测技术已成熟,但病害本身才是遗传研究和抗病育种最值得关注的问题[87, 91]。原因在于:1)病害指标的测定简单易行且遗传力较高;2)DON测定步骤繁琐,育种单位多不具备相应的检测条件;3)DON含量通常与品种的田间抗性水平高度相关。中国对抗赤霉病种质的大规模筛选工作集中于20世纪70和80年代,但受制于检测技术和经费,都没有检测DON含量。全国小麦赤霉病研究协作组对34 571份材料进行赤霉病抗性鉴定,其中只有5.1%表现抗或中抗;上海、江苏、湖北三省市共计26 997份小麦种质资源中,也只有近3%的材料表现抗-中抗水平[92]。国外种质中赤霉病抗性材料的比例很低,即便包括野生近缘种在内,高抗种质也很少,没有材料能达到免疫水平[87]。国际上通常用于育种或遗传研究的抗性材料包括来自中国的苏麦3号、望水白和武汉1号,日本的Shinchunaga和Nobeokabouzu,韩国的Chokwang,巴西的Frontana,法国的Renan和Arina,美国的Ernie等[87]。
6.4 QTL定位
小麦赤霉病和DON抗性属于典型的数量性状,目前已定位的抗性QTL遍布21条染色体,其中2D、3B和5A染色体分别定位的2-3个QTL已经得到证实[87, 93]。已精细定位并命名的抗性基因包括3BS的[94]、6BS的[95]、大赖草7Lr#1S易位区段的[96]、4BL的[97]、5AS的[98]、鹅观草1Ets#1S区段的和长穗偃麦草7DS.7el2L易位区段的[99],其中在赤霉病抗性基因中的研究最为深入,在不同遗传背景下所解释的表型效应都较大[87],可有效降低DON积累。可能与UDP-葡糖基转移酶有关,可将DON转化为对植物无毒的DON-3G[100]。其他赤霉病抗性基因可通过降低病情指数来降低毒素积累[85, 93],尚未确认独立控制DON而与赤霉病抗性无关的基因位点[93]。赤霉病抗性基因已被克隆,并开发了相关功能标记,结果将很快发表(柏贵华,个人交流)。其他相关基因尚未得到有效克隆,但在育种中可采用SSR等标记来检测抗性QTL[91],虽然标记通常与目标基因距离较远,但仍有助于改良小麦品种的赤霉病抗性水平。
赤霉病抗性QTL具有加性效应[87],通过基因累加可获得高抗材料,但赤霉病抗性与诸多不利性状存在连锁累赘,其中与产量的矛盾最为突出,尚未育成高抗高产品种,即便以扬麦158为代表的中抗高产品种亦属凤毛麟角。相比高抗低产与高感高产杂交组配方式,中抗高产或中感高产品系间杂交的组配方式更有利于育成高产抗病品种[101]。已从重新配置的苏麦3号双亲阿夫和台湾小麦(均中感赤霉病)组合中选育出多个抗性水平高于苏麦3号的品系,证实该育种策略确实可行。生物技术可以加快赤霉病抗性育种进程,通过体细胞无性系变异、DON 毒素诱导突变体以及单倍体诱导已育成生抗1号、生抗2号、生选3号和生选4号等抗病高产品种[102]。需要指出的是,选育具有一定抗性水平的品种是进行赤霉病防控的先决条件,在此基础上配以药剂防治,可以有效解决赤霉病问题[85-86]。
DON污染的防控措施涉及小麦生产及食品加工的各个环节。小麦及其制品中的DON浓度在很大程度上取决于收获前赤霉病的发病水平,轮作、翻耕等耕作管理方法以及微生物吸附和降解等均有助于控制DON[86]。DON浓度在储藏过程中一般不会降低,如果储藏条件不好,赤霉菌在收获后的籽粒上会继续保持活力并使DON浓度持续升高[103-104]。清选、磨粉等加工过程中,DON的总浓度一般不会改变,但籽粒间及籽粒不同部位间的富集程度不同,通过清选病粒可使DON浓度降低约60%,磨粉可使面粉中的DON浓度降低约40%[103]。基于热稳定和水溶特性,DON在馒头、面包、饼干等面食品蒸制或烘焙过程中的含量基本保持不变,但水煮可以使熟面条中DON含量降低约50%[104]。以上所说的DON均包括其衍生物,特别是DON-3G。储藏、磨粉和食品加工过程中DON及DON-3G会不断相互转化[105]。有关DON-3G的毒性机理尚不明确,通常认为其对人体健康不利[86, 104]。
过去20多年,中国小麦品质研究已经取得了较大进展,但迄今为止,还主要集中在加工品质改良方面,有关营养和健康方面的报道还很少。最近几年,笔者对小麦品种间微量元素铁和锌含量及其生物有效性影响因子植酸含量和植酸酶活性、植物生物活性物质酚酸含量、膳食纤维阿拉伯木聚糖和抗性淀粉含量进行了分析,发现品种间存在显著差异[18, 62, 67],并将阿拉伯木聚糖含量QTL定位于多条染色体[62],目前正在利用90K SNP芯片对中国主栽品种的抗性淀粉含量进行全基因组关联分析,相关结果将为营养品质的基因定位和紧密连锁SNP标记的发掘奠定基础。
现阶段中国居民的膳食结构不尽合理,铁和锌等微量营养元素含量不足所导致的营养不良状况还比较普遍,高血压、血糖和血脂等营养失衡状况呈显著上升趋势。为进一步改善居民的营养和健康状况,有必要进一步深化中国小麦品质改良工作。鉴于国内的加工品质研究历史还相对较短,在小麦生产中发挥作用的优质强筋面包和弱筋饼干品种还较少,部分优质品种的蛋白质品质还有待进一步改进,面筋强度和延展性还不平衡,淀粉品质及其晶体结构对品质的影响研究尚不足,环境间加工品质稳定性有待进一步提高,因此,应采取加工与营养品质兼顾的策略。就营养和健康品质而言,建议重点开展以下4个方面的工作:(1)摸清家底,重点进行与人体健康密切相关的铁、锌、植酸酶活性、抗性淀粉和阿拉伯木聚糖等膳食纤维、酚酸和植物固醇等植物生物活性物质含量的分析,应以育成品种为主,在现有种质资源中大规模开展营养元素的普查工作,筛选营养价值高的品种和育种亲本;(2)赤霉病已成为主产麦区的重要病害,消费者对DON关注程度很高,中国必须加强赤霉病的相关研究,并将其结果尽快用于育种工作;(3)利用现代生物技术,通过关联和连锁分析开展基因定位和克隆工作,在此基础上发掘基因功能标记或紧密连锁的分子标记,通过与常规育种紧密结合,推动生物技术育种实用化,加快品种选育进程,提高品质育种效率;(4)加强国际合作与国内协作,通过建立小麦品质研究协作网,推广普及现有实用技术并研究新型营养品质快速检测技术。需要说明的是,营养品质研究较加工品质更为复杂,需加强与营养等相关学科的合作。
此外,小麦的麸皮和糊粉层中富集了大量微量营养元素和植物生物活性物质,全麦粉食品已成为健康食品的发展重点,这在西方缺乏膳食纤维的饮食结构中显得尤为重要,受到众多营养专家和消费者的青睐。但全麦粉食品的口感还较差,同时国内小麦籽粒污染偏重,有必要进一步发展现代加工工艺,以协调改良营养和加工品质,为消费者提供优质健康的食品。
[1] 何中虎, 夏先春, 陈新民, 庄巧生. 中国小麦育种进展与展望. 作物学报, 2011, 37: 202-215.
HE Z H, XIA X C, CHEN X M, ZHUANG Q S. Progress of wheat breeding in China and the future perspective., 2011, 37: 202-215. (in Chinese)
[2] ANDERSSON A A M, DIMBERG L, ÅMAN P, LANDBERG R. Recent findings on certain bioactive components in whole grain wheat and rye., 2014, 59: 294-311.
[3] BOUIS H E, WELCH R M. Biofortification-A sustainable agricultural strategy for reducing micronutrient malnutrition in the global south., 2010, 50: S20-S32.
[4] JONES J M, PEÑA R J, KORCZAK R, BRAUN H. Carbohydrates, grains, and wheat in nutrition and health: an overview Part II. Grain terminology and nutritional contributions., 2015, 60: 260-271.
[5] WARD J L, POUTANEN K, GEBRUERS K, PIIRONEN V, LAMPI A M, NYSTROM L, ANDERSSON A A M, AMAN P, BOROS D, RAKSZEGI M, BEDO Z, SHEWRY P R. The HEALTHGRAIN cereal diversity screen: concept, results, and prospects., 2008, 56: 9699-9709.
[6] World Health Organization. Worldwide prevalence of anaemia 1993-2005. WHO Global Database on Anaemia. Geneva: World Health Organization, 2008.
[7] 陈春明. 中国营养状况十年跟踪1990-2000. 北京: 中国医学出版社, 2004.
CHEN C M.. Beijing: People’s Medical Press, 2004. (in Chinese)
[8] Food and Agriculture Organization. Vitamin and mineral requirements in human nutrition: [report of a joint FAO/WHO expert consultation, Bangkok, Thailand, 21-30 September 1998: Geneva: World Health Organization, c2004. 2nd ed., 2004.
[9] 张春义, 王磊. 生物强化在中国-培育新品种提供好营养. 北京: 中国农业科学与技术出版社, 2009.
ZHANG C Y, WANG L.. Beijing: China Agricultural Science and Technology Press, 2009. (in Chinese)
[10] World Health Organization. Global prevalence of vitamin A deficiency in populations at risk 1995-2005. WHO Global Database on Vitamin A Deficiency. Geneva: World Health Organization, 2009.
[11] TRACY M I, MOLLER G. Continuous flow vapor generation for inductively coupled argon plasma spectrometric analysis. Part 1: Selenium., 1990, 73: 404-410.
[12] CAKMAK I, OZAKAN H, BRAUN J J, WELCH R M, ROMHELD V. Zinc and iron concentrations in seeds of wild, primitive and modern wheats//. Workshop Hosted by International Rice Research Institute, Los Banos, Philippines and organized by the International Food Policy Research Institute, 5-7 October, 1999.
[13] CAKMAK I, TORUN A, MILLET E, FELDMAN M, FAHIMA T, KOROL A B, NEVO E, BRAUN H J, OZKAN H. Triticum dicoccoides: an important genetic resource for increasing zinc and iron concentration in modern cultivated wheat., 2004, 50: 1047-1054.
[14] PELEG Z, SARANGA Y, YAZICI A, FAHIMA T, OZTUR L, CAKMAK I. Grain zinc, iron and protein contentrations and zinc-efficiency in wild emmer wheat under contrasting irrigation regimes., 2008, 306: 57-67.
[15] FICCO D B M, RIEFOLO C, NICASTRO G, DE SIMONE V, DI GESU A M, BELEGGIA R, PLATANI C, CATTIVELLI L, DE VITA P. Phytate and mineral elements concentration in a collection of Italian durum wheat cultivars., 2009, 111: 235-242.
[16] LIU Z H, WANG H Y, WANG X E, ZHANG G P, CHEN P D, LIU D J. Genotypic and spike positional difference in grain phytase activity, phytate, inorganic phosphorus, iron, and zinc contents in wheat., 2006, 44: 212-219.
[17] OURY F X, LEENHARDT F, RĔMĔSY C, CHANLIAUD E, DUPERRIER B, BALFOURIERA F, CHARMET G. Genetic variability and stability of grain magnesium, zinc and iron concentration in bread wheat., 2006, 25: 177-185.
[18] ZHANG Y, SONG Q C, YAN J, TANG J W, ZHAO R R, ZHANG Y Q, HE Z H, ZOU C Q, ORTIZ-MONASTERIO I. Mineral element concentrations in grains of Chinese wheat cultivars., 2010, 174: 303-313.
[19] GRAHAM R D, SENADHIRA D, BEEBE S, IGLESIAS C, MONASTERIO I. Breeding for micronutrient density in edible portions of staple food crops conventional approaches., 1999, 60: 57-80.
[20] ORTIZ-MONASTERIO I, PALACIOS-ROJAS N, MENG E, PIXLEY K, TRETHOWAN R, PEÑA R J. Enhancing the mineral and vitamin content of wheat and maize through plant breeding., 2007, 46: 293-307.
[21] MORGOUNOV A, GÓMEZ-BECERRA H F, ABUGALIEVA A, DZHUNUSOVA M, YESSIMBEKOVA M, MUMINJANOV H, ZELENSKIY Y, OZTURK L, CAKMAK I. Iron and zinc grain density in common wheat grown in Central Asia., 2007, 155: 193-203.
[22] GRAHAM R D, WELCH R, BOUIS H E. Addressing micronutrient malnutrition through enhancing the nutritional quality of staple foods: principles, perspectives and knowledge gaps., 2012, 70: 77-142.
[23] VELU G, ORTIZ-MONASTERIO I, CAKMAK I, HAO Y, SINGH R P. Biofortification strategies to increase grain zinc and iron concentrations in wheat., 2014, 59: 365-372.
[24] TIWARI V K, RAWAT N, CHHUNEJA P, NEELAM K, AGGARWAL R, RANDHAWA G S, DHALIWAL H S, KELLER B, SINGH K. Mapping of quantitative trait Loci for grain iron and zinc concentration in diploid A genome wheat., 2009, 100: 771-776.
[25] TIWARI C, WALLWORK H, ARUN B, MISHRA V K, VELU G, STANGOULIS J, KUMAR U, JOSHI A K. Molecular mapping of quantitative trait loci for zinc, iron and protein content in the grains of hexaploid wheat., 2016, 207: 563-570.
[26] SRINIVASA J, ARUN B, MISHRA V, SINGH G, VELU G, BABU R, VASISTHA N, JOSHI A. Zinc and iron concentration QTL mapped in a×cross., 2014, 127: 1643-1651.
[27] SRINIVASA J, ARUN B, MISHRA V, SINGH G, VELU G, BABU R, VASISTHA N, JOSHI A. Zinc and iron concentration QTL mapped in a×cross., 2014, 127: 1643-1651.
[28] SHI R L, LI H, TONG Y P, JING R L, ZHANG F S, ZOU C Q. Identification of quantitative trait locus of zinc and phosphorus density in wheat (L.) grain., 2008, 306: 95-104.
[29] HAO Y, VELU G, PEÑA R, SINGH S, SINGH R. Genetic loci associated with high grain zinc concentration and pleiotropic effect on kernel weight in wheat (L.)., 2014, 34: 1893-1902.
[30] OH B C, CHOI W C, PARK S, KIM Y O, OH T K. Biochemical properties and substrate specificities of alkaline and histidine acid phytases., 2004, 63: 362-372.
[31] GUTTIERI M J, BOWEN D, DORSH J A, RABOY V, SOUZA E. Identification and characterization of a low phytic acid wheat., 2004, 44: 418-424.
[32] MAUGENEST S, MARTINEZ I, GODIN B, PEREZ P, LESCURE A M. Structure of two maize phytase genes and their spatio-temporal expression during seedling development., 1999, 39: 503-514.
[33] WYSS M, PASAMONTES L, FRIEDLEIN A, REMY R, TESSIER M, KRONENBERGER A, MIDDENDORF A, LEHMANN M, SCHNOEBELEN L, RÓTHLISBERGER U, KUSZNIR E, WAHL G, MULLER F, LAHM H W, VOGEL K, VAN LOON A P G M. Biophysical characterization of fungal phytases (): molecular size, glycosylation pattern, and engineering of proteolytic resistance., 1999, 65: 359-366.
[34] 李颖睿, 陈茹梅, 阎俊, 何中虎, 张勇. 黄淮冬麦区小麦品种植酸含量与植酸酶活性分析. 作物学报, 2014, 40: 329-336.
LI Y R, CHEN R M, YAN J, HE Z H, ZHANG Y. Variability of phytate content and phytase activity among wheat cultivars from the Yellow and Huai River Valleys., 2014, 40: 329-336. (in Chinese)
[35] RAM S, VERMA A, SHARMA S. Large variability exits in phytase levels among Indian wheat varieties and synthetic hexaploids., 2010, 52: 486-490.
[36] LAFIANDRA D, RICCARDI G, SHEWRY P R. Improving creeal grain carbohydrates for diet and health., 2014, 59: 312-326.
[37] RAIGOND P, EZEKIEL R, RAIGOND B. Resistant starch in food: a review., 2015, 95: 1968-1978.
[38] CHAMP M, LANGKILDE A M, BROUNS F, KETTLITZ B, BAIL-COLLET Y L. Advances in dietary fibre characterisation: 2. Consumption, chemistry, physiology and measurement of resistant starch; implications for health and food labelling., 2003, 16: 143-161.
[39] RAHMAN S, BIRD A, REGINA A, LI Z Y, RAL J P, McMAUGH S, TOPPING D, MORELL M. Resistant starch in cereal: Exploiting genetic engineering and genetic variation., 2007, 46: 251-260.
[40] YAMAMORI M, QUYNH N T. Differential effects of Wx-A1, -B1 and -D1 protein deficiencies on apparent amylose content and starch pasting properties in common wheat., 2000, 100: 32-38.
[41] KONIK-ROSE C, THISTLETON J, CHANVRIER H, TAN I, HALLEY P, GIDLEY A, RAHMAN S, MORELL M, LI Z. Effects of starch synthase Ⅱa gene dosage on grain, protein and starch in endosperm of wheat., 2007, 115: 1053-1065.
[42] ROBERTS J, JONES G P, RUTSIHAUSER I H E, BIRKETT A, GIBBONS C. Resistant starch in the Australian diet., 2004, 61: 98-104.
[43] REGINA A, BIRD A, TOPPING D, BOWDEN S, FREEMAN J, BARSBY T, KOSAR-HASHEMI B, LI Z, RAHMAN S, MORELL M. High-amylose wheat generated by RNA interference improves indices of large-bowel health in rats., 2006, 103: 3546-3551.
[44] MORELL M K, KOSAR-HASHEMI B, CMIEL M, SAMUEL M S, CHANDLER P, RAHMAN S, BULEON A, BATEY I L, LI Z. Barley sex6 mutants lack starch synthase IIa activity and contain a starch with novel properties., 2003, 34: 173-185.
[45] NUGENT A P. Health properties of resistant starch., 2005, 30: 27-54.
[46] SARIS W H, ASP N G, BJÓRCK I, BLAAK E, BORNET F, BROUNS F, FRAYN K N, FÜRST P, RICCARDI G, ROBERFROID M, VOGEL M. Functional food science and substrate metabolism., 1998, 80: S47-S75.
[47] BROEKAERT W F, COURTIN C M, VERBEKE K, VAN DE WIELE T, VERSTRAETE W, DELCOUR J A. Prebiotic and other health-related effects of cereal-derived arabinoxylans, arabinoxylan- oligosaccharides, and xylooligosaccharides., 2011, 51: 178-194.
[48] SAULNIER L, SADO P E, BRANLARD G, CHARMET G, GUILLON F. Wheat arabinoxylans: exploiting variation in amount and composition to develop enhanced varieties., 2007, 46: 261-281.
[49] ANNINSON G. Relationship between the concentrations of soluble non-starch polysaccharides and the apparent metabolisable energy of wheat assayed in broiler chickens., 1991, 39: 1252-1256.
[50] ENGLYST H N, QUIGLEY M E, HUDSON G J. Determination of dietary fibre as non-starch polysaccharides with gas-liquid chromatographic, high-performance liquid chromatographic or spectrophotometric measurement of constituent sugars., 1994, 119: 1497-1509.
[51] KISZONAS A M, COURTIN C M, MORRIS C F. A critical assessment of the quantification of wheat grain arabinoxylans using a phloroglucinol colorimetric assay., 2012, 89: 143-150.
[52] GEBRUERS K, DORNEZ E, BOROS D, DYNKOWSKA W, BEDÓ Z, RAKSZEGI M, DELCOUR J A, COUTIN C M. Variation in the content of dietary fiber and components thereof in wheats in the HEALTHGRAIN diversity screen., 2008, 56: 9740-9749.
[53] FINNIE S, BETTGE A, MORRIS C. Influence of cultivar and environment on water-soluble and water-insoluble arabinoxylans in soft wheat., 2006, 83: 617-623.
[54] DORNEZ E, GEBRUERS K, JOYE I J, DE KETELAERE B, LENARTZ J, MASSAUX C, BODSON B, DELCOUR J A, COURTIN C M. Effects of genotype, harvest year and genotype- by-harvest year interactions on arabinoxylan, endoxylanase activity and endoxylanase inhibitor levels in wheat kernels., 2008, 47: 180-189.
[55] LI S, MORRIS C F, BETTGE A D. Genotype and environment variation for arabinoxylans in hard winter and spring wheats of the U.S. Pacific Northwest., 2009, 86: 88-95.
[56] MARTINANT J P, BILLOT A, BOUGUENNEC A, CHARMET G, SAULNIER L, BRANLARD G. Genetic and environmental variations in water-extractable arabinoxylans content and flour extract viscosity., 1999, 30: 45-48.
[57] NGUYEN V L, HUYNH B L, WALLWORK H, STANGOULIS J. Identification of quantitative trait loci for grain arabinoxylan concentration in bread wheat., 2011, 51: 1143-1150.
[58] MARTINANT J, CADALEN T, BILLOT A, CHARTIER S, LEROY P, BERNARD M, SAULNIER L, BRANLARD G. Genetic analysis of water-extractable arabinoxylans in bread wheat endosperm., 1998, 97: 1069-1075.
[59] QURAISHI U M, ABROUK M, BOLOT S, PONT C, THROUDE M, GUILHOT N, CONFOLENT C, BORTOLINI F, PRAUD S, MURIGNEUX A, CHARMET G, SALSE J. Genomics in cereals: from genome-wide conserved orthologous set (COS) sequences to candidate genes for trait dissection., 2009, 9: 473-484.
[60] QURAISHI U M, MURAT F, ABROUK M, PONT C, CONFOLENT C, OURY F X, WARD J, BOROS D, GEBRUERS K, DELCOUR J A. Combined meta-genomics analyses unravel candidate genes for the grain dietary fiber content in bread wheat (L.)., 2011, 11: 71-83.
[61] CHARMET G, MASOOD-QURAISHI U, RAVEL C, ROMEUF I, BALFOURIER F, PERRETANT M, JOSEPH J, RAKSZEGI M, GUILLON F, SADO P. Genetics of dietary fibre in bread wheat., 2009, 170: 155-168.
[62] YANG L, ZHAO D H, YAN J, ZHANG Y L, XIA X C, TIAN Y B, HE Z H, ZHANG Y. QTL mapping of grain arabinoxylan contents in common wheat using a recombinant inbred line population., 2016, 208: 205-214.
[63] BORDES J, RAVEL C, LE GOUIS J, LAPIERRE A, CHARMET G, BALFOURIER F. Use of a global wheat core collection for association analysis of flour and dough quality traits., 2011, 54: 137-147.
[64] MATTILA P, PIHLAVA J M, HELLSTRÖM J. Contents of phenolic acids, alkyl- and alkenylresorcinols, and avenanthramides in commercial grain products., 2005, 53: 8290-8295.
[65] DINELLI G, CARRETERO A S, DI S R, MAROTTI I, FU S, BENEDETTELLI S, GHISELLI L, GUTIĔRREZ A F. Determination of phenolic compounds in modern and old varieties of durum wheat using liquid chromatography coupled with time-of-flight mass spectrometry., 2009, 1216: 7229-7240.
[66] IRMAK S, JONNALA R S, MACRITCHIE F. Effect of genetic variation on phenolic acid and policosanol contents of Pegaso wheat lines., 2008, 48: 20-26.
[67] ZHANG Y, WANG L, YAO Y, YAN J, HE Z H. Phenolic acid profiles of Chinese wheat cultivars.2012, 56: 629-635.
[68] MOORE J, LIU J G, ZHOU K Q, YU L L. Effects of genotype and environment on the antioxidant properties of hard winter wheat bran., 2006, 54: 5313-5322.
[69] MA D, SUN D, ZUO Y, WANG C, ZHU Y, GUO T. Diversity of antioxidant content and its relationship to grain color and morphological characteristics in winter wheat grains., 2014, 13: 1258-1267.
[70] DALY L E, KIRK P N, MOLLEY A, WEIR D G, SCOTT J M. Folate levels and neural tube defects., 1995, 274: 1698-1702.
[71] PIIRONEN V, EDELMANN M, KARILUOTO S, BEDO Z. Folate in wheat genotypes in the HEALTHGRAIN diversity screen., 2008, 56: 9726-9731.
[72] ERNSTRON J D. Diet, neurochemicals and mental energy., 2001, 59: 22-24.
[73] NURMI T, NYSTRO L, EDELMANN M, LAMPI A M, PIIRONEN V. Phytosterols in wheat genotypes in the HEALTHGRAIN diversity screen., 2008, 56: 9710-9715.
[74] LAMPI A M, NURMI T, OLLILAINEN V, PIIRONEN V. Tocopherols and tocotrienols in wheat genotypes in the HEALTHGRAIN diversity screen., 2008, 56: 9716-9721.
[75] KUCEK L K, VEENSTRA L D, AMNUAYCHEEWA P, SORRELLS M E. A grounded guide to gluten: how modern genotypes and processing impact wheat sensitivity., 2015, 14: 285-302.
[76] JACKSON J R, EATON W W, CASCELLA N G, FASANO A, KELLY D L. Neurologic and psychiatric manifestations of celiac disease and gluten sensitivity., 2012, 83: 91-102.
[77] VINCENTINI O, BORRELLI O, SILANO M, GAZZA L, POGNA N, LUCHETTI R, DE VINCENZI M. T-cell response to different cultivars of farro wheat,ssp. dicoccum, in celiac disease patients., 2009, 28: 272-277.
[78] WIESER H, SEILMEIER W, BELITZ H D. Quantitative determination of gliadin subgroups from different wheat cultivars., 1994, 19: 149-155.
[79] GIL-HUMANES J, PISTÓN F, TOLLEFSEN S, SOLLID L M, BARRO F. Effective shutdown in the expression of celiac disease-related wheat gliadin T-cell epitopes by RNA interference., 2010, 107: 17023-17028.
[80] HISCHENHUBER C, CREVEL R, JARRY B, MĂKI M, MONERET- VAUTRIN D A, ROMANO A, TRONCONE R, WARD R. Review article: safe amounts of gluten for patients with wheat allergy or coeliac disease., 2006, 23: 559-575.
[81] SEILMEIER W, VALDEZ I, MENDEZ E, WIEISER H. Comparative investigation of gluten proteins from different wheat species II. characterization of ω-gliadins., 2001, 212: 355-363.
[82] LUPI R, MASCI S, ROGNIAUX H, TRANQUET O, BROSSARD C, LAFIANDRA D, MONERET-VAUTRIN D A, DENERY-PAPINI S, LARRĔ C. Assessment of the allergenicity of soluble fractions from GM and commercial genotypes of wheats., 2014, 60: 179-186.
[83] ALTENBACH S B, ALLEN P V. Transformation of the US bread wheat “Butte 86” and silencing of omega-5 gliadin genes., 2011, 2: 66-73.
[84] HAMMED A. Hulled wheats: a review of nutritional properties and processing methods., 2014, 91: 97-104.
[85] BAI G H, SHANER G. Management and resistance in wheat and barley to Fusarium head blight., 2004, 42: 135-161.
[86] 史建荣, 刘馨, 仇剑波, 祭芳, 徐剑宏, 董飞, 殷宪超, 冉军舰. 小麦中镰刀菌毒素脱氧雪腐镰刀菌烯醇污染现状与防控研究进展. 中国农业科学, 2014, 47: 3641-3654.
SHI J R, LIU X, QIU J B, CAI F, XU J H, DONG F, YIN X C, RAN J J. Deoxynivalenol contamination in wheat and its management., 2014, 47: 3641-3654. (in Chinese)
[87] BUERSTMAYR H, BAN T, ANDERSON J A. QTL mapping and marker-assisted selection for Fusarium head blight resistance in wheat: a review., 2009, 128: 1-26.
[88] LI F Q, WANG W, MA J J, YU C C, LIN X H, YAN W X. Natural occurrence of masked deoxynivalenol in Chinese wheat and wheat-based products during 2008-2011., 2012, 5: 221-230.
[89] GILBERT J, PASCALE M.. Mycotoxin Reduction in Grain Chains: John Wiley & Sons, Ltd; 2014: 169-188.
[90] PEIRIS K H S, PUMPHREY M O, DONG Y, MAGHIRANG E B, BERZONSKY W, DOWELL F E. Near-infrared spectroscopic method for identification of fusarium head blight damage and prediction of deoxynivalenol in single wheat kernels., 2010, 87: 511-517.
[91] HE X, SINGH P K, SCHLANG N, DUVEILLER E, DREISIGACKER S, PAYNE T, HE Z. Characterization of Chinese wheat germplasm for resistance to Fusarium head blight at CIMMYT, Mexico., 2014, 195: 383-395.
[92] 庄巧生. 中国小麦品种改良及系谱分析. 北京: 中国农业出版社, 2003.
ZHUANG Q S.. Beijing: China Agriculture Press, 2003. (in Chinese)
[93] LIU S Y, HALL M D, GRIFFEY C A, McKENDRY A L. Meta-analysis of QTL associated with Fusarium head blight resistance in wheat., 2009, 49: 1955-1968.
[94] CUTHBERT P A, SOMERS D J, THOMAS J, CLOUTIER S, BRULĔ-BABEL A. Fine mapping, a major gene controlling fusarium head blight resistance in bread wheat (L.)., 2006, 112: 1465-1472.
[95] CUTHBERT P A, SOMERS D J, BRULĔ-BABEL A. Mapping ofon chromosome 6BS: a gene controlling Fusarium head blight field resistance in bread wheat (L.)., 2007, 114: 429-437.
[96] QI L L, PUMPHREY M O, FRIEBE B, CHEN P D, GILL B S. Molecular cytogenetic characterization of alien introgressions with genefor resistance to Fusarium head blight disease of wheat., 2008, 117: 1155-1166.
[97] XUE S, LI G Q, JIA H Y, XU F, LIN F, TANG M Z, WANG Y, AN X, XU H B, ZHANG L X, KONG Z X, MA Z Q. Fine mapping, a major QTL conditioning resistance to Fusarium infection in bread wheat (L.)., 2010, 121: 147-156.
[98] XUE S, XU F, TANG M, ZHOU Y, LI G, AN X, LIN F, XU H, JIA H, ZHANG L, KONG Z, MA Z. Precise mapping, a major QTL conditioning resistance to Fusarium infection in bread wheat (L.)., 2011, 123: 1055-1063.
[99] GUO J, ZHANG X, HOU Y, CAI J, SHEN X, ZHOU T, XU H, OHM H W, WANG H, LI A, HAN F, WANG H, KONG L. High-density mapping of the major FHB resistance genederived from Thinopyrum ponticum and its pyramiding withby marker- assisted selection., 2015, 128: 2301-2316.
[100] HOREVAJ P, BROWN-GUEDIRA G, MILUS E A. Resistance in winter wheat lines to deoxynivalenol applied into florets at flowering stage and tolerance to phytotoxic effects on yield., 2012, 61: 925-933.
[101] 程顺和, 张勇, 别同德, 高德荣, 张伯桥. 中国小麦赤霉病的危害及抗性遗传改良. 江苏农业学报, 2012, 5: 938-942.
CHEN S H, ZHANG Y, BIE T D, GAO D R, ZHANG B Q. Damage of wheat Fusarium head blight epidemics and genetic improvement of wheat for scab resistance in China., 2012, 5: 938-942. (in Chinese)
[102] 马鸿翔, 陆维忠. 小麦赤霉病抗性改良研究进展. 江苏农业学报, 2010, 1: 197-203.
MA H X, LU W Z. Progress on genetic improvement for Fusarium head blight in wheat., 2010, 1: 197-203. (in Chinese)
[103] PESTKA J J, SMOLINSKI A T. Deoxynivalenol: toxicology and potential effects on humans., 2005, 8: 39-69.
[104] KUSHIRO M. Effects of milling and cooking processes on the deoxynivalenol content in wheat., 2008, 9: 2127-2145.
[105] ZHANG H, WANG B. Fate of deoxynivalenol and deoxynivalenol- 3-glucoside during wheat milling and Chinese steamed bread processing., 2014, 44: 86-91.
(责任编辑 李莉)
Progress in Research on Genetic improvement of Nutrition and Health Qualities in Wheat
ZHANG Yong1, HAO Yuan-feng1, ZHANG Yan1, HE Xin-yao2, XIA Xian-chun1, HE Zhong-hu1,3
(1Institute of Crop Science, Chinese Academy of Agricultural Sciences (CAAS)/National Wheat Improvement Center, Beijing 100081;2CIMMYT, Apdo. Postal 6-641, 06600, Mexico, D.F., Mexico;3CIMMYT-China Office, c/o CAAS, Beijing 100081)
The role of nutrition and health has become one of the main targets of research and breeding for major crops in the world. The research progress on micronutrients involving iron and zinc, resistant starch, dietary fibre as arabinoxylans, and a range of phytochemicals involving phenolic acids and sterols related to wheat quality, as well as wheat sensitivity and fusarium head blight related deoxynivalenol that have an impact on human health was reviewed from breeding point of view. Laboratory evaluation methods, germplasm screening, and QTL mapping on nutrition quality parameters as well as breeding, were summarized. China’s major strategies on wheat breeding program for nutrition and health improvement were proposed, with the following four areas being advanced: (1) analysis of the contents of micronutrients involving iron, zinc, as well as the bioavailability related factors phytate content and phytase activity, dietary fibres such as arabinoxylans and resistant starch, and phytochemicals involving phenolic acid and sterols should be strengthened, to screen materials with high quality of micronutrients, dietary fibre, and phytochemicals; (2) more efforts should be made in study on fusarium head blight and the results of study should be used in wheat breeding as early as possible; (3) development and utilization of molecular markers, especially functional markers in conventional breeding programs for speeding up wheat breeding, on the basis of gene mapping and cloning; (4) establishment of initiative project through strengthening international cooperation and domestic collbaboration in research on addressing wheat quality, to find and extend the utilization of high quality methods on nutrients analyzation. The review addressed some crucial information on wheat related research and breeding programs for nutrition and health quality improvement.
common wheat; nutrition quality; micronutritient; dietary fibre; resistant starch; deoxynivalenol
2016-04-05;接受日期:2016-06-12
农业部中央级公益性科研院所基本科研业务费项目(1610092016213)、中国农业科学院协同创新项目(CAAS-XTCX2016009)、Harvest-Plus挑战计划(2014H8324.CAA)、中国农业科学院创新工程
张勇,Tel:010-82108745;E-mail:zhangyong05@caas.cn。通信作者何中虎,Tel:010-82108547;E-mail:zhhecaas@163.com
我们致力于保护作者版权,注重分享,被刊用文章因无法核实真实出处,未能及时与作者取得联系,或有版权异议的,请联系管理员,我们会立即处理! 部分文章是来自各大过期杂志,内容仅供学习参考,不准确地方联系删除处理!