淋巴管生成与疾病*

石俊强 综述

（《济宁医学院学报》编辑部，山东 济宁272067）

在人体生理调节过程中，淋巴管具有调节组织液平衡、输送免疫细胞参与免疫应答、吸收膳食脂肪等的功能［1］。淋巴管功能减弱时，会导致淋巴管水肿。而淋巴管生长异常时，与肥胖、高血压和炎症性疾病有关。在癌症发展过程中，肿瘤细胞能利用新生成的淋巴管把自身转移到局部淋巴结和继发肿瘤位点，而淋巴结存在转移的肿瘤细胞通常与癌症患者预后不良相关［2］。本文将对淋巴管生成分子机制及相关疾病的最新研究进展作一综述。

1 淋巴系统的功能

人体循环系统中，血液由左心室射出经主动脉及其各级分支流到达全身的毛细血管，在此与组织液进行物质交换，供给组织细胞氧和营养物质，运走二氧化碳和代谢产物，约90%的血液经各级静脉流回右心房，而剩余10%的血液经淋巴管返回血管系统。在组织细胞间隙，部分组织间隙液、生物大分子、细胞进入毛细淋巴管盲端形成淋巴液，然后沿淋巴管汇集，最后经右淋巴导管和胸导管返回血管系统，因此，淋巴管具有调节组织液平衡的作用，这也是淋巴系统最主要的功能［3］。在健康的成年个体，淋巴系统每天把约1～2L的组织间隙液带回静脉，其中含有20～30g蛋白质。淋巴液经过淋巴结时，随淋巴液回流到达淋巴结的病原体、异物等有害成分被抗原提呈细胞（单核／巨噬细胞、树突状细胞等）摄取，加工后以免疫性肽的形式呈现于提呈细胞表面，最终被免疫活性细胞识别，启动特定的免疫反应，因此，淋巴系统在机体免疫应答过程中发挥十分重要的作用。此外，在小肠绒毛内毛细淋巴管能吸收膳食脂肪。

2 淋巴管生成过程

淋巴管在哺乳动物胚胎早期开始发育。在人类，淋巴囊出现在6～7周龄的胚胎，而在小鼠，淋巴管的发育大约开始于胚胎形成后10d（embryonic day 10，E10）［4］。淋巴管生成过程大致分为以下几个阶段：1）淋巴管内皮细胞（lymphatic endothelial cells，LECs）的生成；2）LECs从主静脉的萌芽长出；3）初级淋巴囊的形成；4）初级淋巴囊与静脉的分离；5）初始淋巴管的重塑和成熟。见图1。

图1 淋巴管生成过程

3 淋巴管生成分子机制

3．1 LECs的生成

淋巴管起源于胚胎早期的静脉，存在于胚胎主静脉上的血管内皮细胞在内外环境影响下启动相关基因，引导血管内皮细胞向 LECs转化［5］。Nicenboim等［6］研究发现，斑马鱼主静脉背侧壁和腹侧壁的细胞是不同的，LECs从主静脉背侧壁萌芽生成，但这些细胞实际上起源于腹侧壁较早发育阶段的前体LECs。Klotz等［7］研究发现，小鼠心脏淋巴管LECs一部分起源于E9．5静脉，另一部分起源于其他部位，如卵黄囊。

胚胎早期静脉LECs生成是脊椎动物淋巴管发育的一个重要过程。在LECs生成过程中，转录因子发挥至关重要的作用。同源异型盒转录因子（prospero－related homeobox domain 1，PROX1）在脊椎动物许多器官的发育过程中起调节作用，如视网膜、肾原基细胞、淋巴系统等。在小鼠E9．5期，PROX1首先表达于前静脉一侧的LECs前体细胞，随后这些细胞分化生成LECs，LECs经极化方式迁移形成初级淋巴囊。随着淋巴管发育的进行，PROX1在静脉的表达逐渐减少，最后只表达于淋巴管［2］。Prox1基因敲除小鼠淋巴管生成显著减少，体征有明显的组织水肿。有趣的是，人们仍然能够观察到Prox1基因敲除小鼠胚胎内皮细胞从主静脉背侧壁萌芽长出，但它们只保留血管内皮细胞标志基因的表达，而不表达LECs标志基因，说明从主静脉背侧壁萌芽长出的内皮细胞不能分化生成LECs。这些研究揭示Prox1对于LECs的分化生成至关重要，而对于LECs从主静脉背侧壁萌芽长出、迁移的过程不起作用［2］。性别决定区Y框18［SRY （sex determining region Y）－box 18，SOX18］是Sox转录因子F（SoxF）亚家族的一员。Francois等［8］研究发现Prox1基因启动子区域包含SOX18结合位点，体内和体外实验显示SOX18绑定到Prox1基因启动子的结合位点对于LECs的生成至关重要。基因敲除SOX18结合位点或显性负性突变纯合子Sox18基因能引起Prox1基因表达缺失，可导致小鼠胚胎致死或组织水肿［8］。而杂合子Sox18基因突变不能引起Prox1基因表达缺失，进一步研究发现杂合子Sox18基因突变后，SOX18功能缺失，LECs前体细胞内SoxF亚家族的SOX7和SOX17表达显著上调，启动Prox1基因重新表达。在人类，Sox18基因突变可引起毛发稀少－淋巴水肿－毛细血管扩张综合征（Hypotriochosis－Lymphedema－Telangiectasia，HLT）［9］，人类Sox18基因突变通常由显性负性作用引起，因此，Sox18基因在淋巴管生成过程中发挥十分重要的作用。此外，Sox17基因突变与人类原发性淋巴水肿相关。有趣的是，在LECs诱导生成的过程中，Sox18不只表达于静脉内皮细胞，还表达于动脉内皮细胞。与Prox1相比，Sox18在淋巴管生成胚胎后期不再表达，表明Sox18可能对正在进行的LECs分化没有进一步的作用。目前，关于调节Sox18表达的分子机制研究较少。Yong Deng等［10］研究发现小鼠E9．5期蛋白激酶A（PKA）、蛋白激酶B（PKB／AKT）或其他激酶可以通过磷酸化腺苷酸核糖基化作用因子1（ADP－ribosylation factor 1，RAF1）259位点丝氨酸（Ser259）激活胞外信号调控激酶（extracellular signal－regulated kinas，ERK），随 后 Sox18 和 Prox1 被 激 活，SOX18＋／PROX1＋LECs前体细胞从主静脉腹侧壁迁移到背侧壁，在E11．5期SOX18＋／PROX1＋LECs从主静脉背侧壁萌芽生成，并在E14．5期形成初级淋巴囊。相对于小鼠，斑马鱼LECs的分化生成过程有所不同。Andreas van Impel等［11］研究发现Sox18、Prox1和鸡卵清蛋白上游转录因子II（chicken ovalbumin upstream transcription factor II，Coup－TFII）在斑马鱼LECs的分化生成过程中并不是必不可少的，分别基因敲除Prox1、基因突变Coup－TFII和基因敲除Sox18对LECs的分化生成的影响不大，也就是说诱导斑马鱼LECs的分化生成存在其他的信号通路。Nicenboim等［6］研究发现 Wnt－β－catenin－TCF／LEF（Wnt得名于果蝇中 wingless基因；β－catenin指β－链蛋白；TCF／LEF指T细胞因子／淋巴增强因子）是诱导斑马鱼LECs的分化生成的信号通路。Coup－TFII是一种多功能孤儿核受体。Coup－TFII在静脉内的表达始于E8．5期，在LECs内不同时期都有表达。Coup－TFII基因敲除实验显示，Coup－TFII基因的敲除可导致静脉细胞内标志基因表达缺失，胚胎期应生成的静脉反而具有动脉的特征，同时LECs前体细胞生成受到抑制［2］。Srinivasan等［12］研究发现Coup－TFII能够直接结合到Prox1上。进一步研究发现Coup－TFII和Prox1都是LECs特异性标志物，Coup－TFII在LECs分化生成和成长过程中对于Prox1启动和稳定表达至关重要。淋巴管透明质酸受体－1（lymphatic vessel hyaluronan receptor－1，LYVE－1）是一种广泛应用的LECs特异性标志物［4］。在小鼠E9期，LYVE－1以极性的方式表达于静脉内皮。在人类成人淋巴管中，LYVE－1表达显著减少，但在毛细淋巴管中保持较高的表达。然而，小鼠LYVE－1基因敲除实验显示LYVE－1对于正常淋巴管的发育过程中并不是必不可少的［13］。

3．2 LECs从主静脉的萌芽长出与初级淋巴囊的形成

血管内皮生长因子受体3（vascular endothelial growth factor receptor－3，VEGFR－3）为膜型酪氨酸激酶受体，其配体为血管内皮生长因子C（VEGF－C）和D（VEGF－D）。小鼠E11．5期 VEGFR－3在血管中的表达显著降低，而在LECs前体细胞的表达依然很高。此时，LECs前体细胞开始表达神经纤毛蛋白－2（neuropilin－2，NRP2或 NP－2）。NP－2能提高VEGFR－3对VEGF－C的反应敏感性。这些信号促进LECs从主静脉的萌芽长出并形成初级淋巴囊。杂合子VEGF－C基因突变小鼠表现出严重的淋巴管发育不全，而基因敲除VEGF－D对淋巴管生成没有影响。VEGF－C基因敲除实验显示，LECs能够在胚胎主静脉分化生成但不能从主静脉背侧壁萌芽长出、迁移形成初级淋巴囊。因此，VEGF－C在LECs从主静脉萌芽长出的过程中起到非常重要的作用（见图1B）。高表达可溶性VEGFR－3转基因小鼠从E14．5期开始表现出严重的淋巴管发育不全，说明 VEGF－C／VEGFR－3信号在初级淋巴囊形成过程中起到关键作用（见图1C）。成纤维细胞生长因子2（fibroblast growth factor 2，FGF－2）、胰岛素生长因子1（insulin－likegrowth factor 1，IGF－1）、IGF－2、肝 细胞生长因子（hepatocyte growth factor，HGF）、内皮素－1（endothelin－1，ET－1）等生长因子也能促进淋巴管生成，但研究发现这些生长因子对淋巴管生成不是直接起作用，而是通过激活VEGF－C或VEGF－D发挥作用［13］。胶质和钙结合EGF区域1（collagen and calcium－binding EGF domain 1，Ccbe1）基因编码胶质和钙结合EGF区域1蛋白，在淋巴管生成过程中起调节作用。斑马鱼Ccbe1基因靶向沉默实验显示LECs不能从主静脉背侧壁萌芽长出、迁移形成初级淋巴囊，同时表现出严重的淋巴管发育不全。在脊椎动物体节中胚层，Ccbe1的表达与VEGF－C表达重叠，说明两者的信号通路有联系。目前，关于Ccbe1与VEGF－C信号通路之间联系机制研究较少，需进一步深入研究。LECs从主静脉萌芽长出后，细胞外基质参与初级淋巴囊形成的调节。弹性蛋白微纤维界面蛋白1（elastin microfibril interfacer 1，Emilin1）是一种弹性纤维相关蛋白，可以锚泊于淋巴管表面。Emilin1基因缺陷小鼠表现出淋巴管不规则增生及淋巴引流功能受损，表明Emilin1在LECs从主静脉背侧壁萌芽长出后形成初级淋巴囊与初始淋巴管的重塑和成熟过程中起着重要的调节作用。整合素α9与整合素β1可形成异源二聚体，整合素α9靶向失活可导致小鼠乳糜胸。进一步研究发现，小鼠胚胎内皮细胞特异性缺失整合素α9可导致淋巴管瓣膜非典型增生，表现为细胞外基质纤维连接蛋白连接紊乱以及淋巴引流功能受损，表明LECs与细胞外基质的相互作用对于淋巴管的健康生成至关重要［13］。目前，关于细胞外基质参与淋巴管生成的机制很大程度上是未知的，深入这方面的研究有助于全面了解淋巴管生成分子机制及淋巴管相关疾病的发病机制。

3．3 初级淋巴囊与静脉的分离

随着发育的进行，除与锁骨下静脉汇合处，淋巴管与静脉之间的连接逐渐消失。脾酪氨酸激酶（spleen tyrosine kinase，Syk）或其接头蛋白淋巴细胞胞浆蛋白2（lymphocyte cytosolic protein 2，LCP2；也称SLP－76）基因纯合子突变可引起淋巴管与静脉异常连接。Syk和SLP－76几乎完全表达于造血细胞，这些细胞有助于淋巴管与静脉之间的分离。Syk基因敲除实验可观察到与淋巴管增生和淋巴管扩张相关的白细胞聚集，导致淋巴管与静脉异常连接［13］。Spred－1（Sprouty相关的蛋白家族基因）、Spred－2在淋巴管与静脉分离过程中也起到重要的作用（见图1C）。Syk或SLP－76基因敲除可导致Spred－1、Spred－2表达缺失。肾小球上皮细胞整合膜蛋白（podoplanin，PDPN）可表达于小鼠E11．5期主静脉和PROX1＋LECs，是一个小的O，N－糖基化的跨膜蛋白，为LECs特异性标志物。PDPN基因缺陷小鼠表现出功能失调性淋巴管扩张和淋巴管水肿。淋巴管与静脉之间的分离需要血小板的参与，而PDPN能激活血小板C型凝集素受体2（CLEC－2），促进血小板聚集。CLEC－2能作用于SLP－76进一步激活Syk，促进淋巴管与静脉之间的分离（见图1C）。由β1，3－半乳糖基转移酶（C1galt1）基因编码的糖基转移酶T－Synthase在淋巴管与静脉分离过程中也起到重要的作用。C1galt1基因突变小鼠表现出PDPN在淋巴管的表达明显减少，说明O－糖基化是PDPN发挥功能所必需的［13］。另外，血管生成素样蛋白 4（angiopoieangiopoietin－like protein 4，ANGPTL4）基因在肠内淋巴管与静脉分离过程中也起到重要的作用。Angptl4基因敲除小鼠表现出肠淋巴管充血及Prox1表达减少。

3．4 初始淋巴管的重塑和成熟

初始淋巴管的重塑和成熟对形成功能性的淋巴管网络系统是至关重要的，目前关于该过程的机制研究较少。淋巴管的重塑一般包括毛细淋巴管从初始淋巴管萌芽长出和深层的初始淋巴管募集平滑肌细胞形成具有淋巴管瓣膜的成熟淋巴管两个过程。其中，许多重要的蛋白参与初始淋巴管的重塑和成熟，例如孤儿受体血管生成素1受体（ANGPT1receptor，Tie1）、血管生成素2（angiopoietin2，ANGPT2又简写为Ang）、叉头转录因子Foxc2、p53凋亡刺激蛋白1（apoptosis stimulating protein of p53，ASPP1）等。孤儿受体Tie1是一种酪氨酸激酶受体，与Tie2具有很高的同源性，主要在内皮细胞和一些血液细胞中表达。小鼠Tie1基因敲除实验显示，毛细淋巴管网络、淋巴管瓣膜的正常形成受到严重影响［14］。Ang2也参与淋巴管重塑。Ang2－／－的小鼠血管重塑有缺陷。Ang2－／－的小鼠表现为乳糜腹水，外周淋巴水肿淋巴管发育不全。Ang2－／－小鼠的淋巴管不能成熟，而且出生后期真皮层内的淋巴管因过早的招募平滑肌细胞而使正常的淋巴管重塑过程被破坏。FOXC2是叉头转录因子家族中的一员，它在胚胎发生和细胞分化中起重要作用。FOXC2突变的患者常在青春期出现淋巴水肿，对淋巴水肿－双行睫综合征（lymphoedema－distichiasis syndrome，LD）家族的遗传分析发现FOXC2基因突变与LD发病密切相关。小鼠 FOXC2－／－基因敲除实验显示，集合淋巴管缺少瓣膜，而淋巴管外周平滑肌细胞异常增生，提示FOXC2在淋巴管重塑和成熟过程中起到十分重要的作用［15］。

4 淋巴管生成相关疾病

4．1 肿瘤转移

4．1．1 原发性肿瘤淋巴管生成 在各种原发性肿瘤内、外，LECs增值或迁移有助于淋巴管生成，如原发性肿瘤内初始淋巴管的重塑和成熟及原发性肿瘤外淋巴管管腔扩大。原发性肿瘤内的淋巴管，管腔小，不规则，并且大多塌陷，因此，并不一定具有功能。尽管原发性肿瘤内的淋巴管可能是功能缺陷的，但肿瘤组织内部增多的淋巴管却增加了肿瘤细胞淋巴转移的概率。肿瘤组织内部淋巴管密度（intratumoural lymphatic vessels density，ILVD）与患者淋巴结转移和不良预后相关。目前，大多数研究认为，肿瘤组织周围淋巴管是为肿瘤细胞提供浸润和转移的直接通道，在肿瘤转移过程中发挥了更重要的作用，并与患者不良预后有关。

研究表明VEGF－C和VEGF－D是肿瘤淋巴管生成最重要的生长因子。原发性肿瘤细胞及其附近的间质细胞、免疫细胞、肿瘤相关成纤维细胞能够分泌 VEGF－C、VEGF－D，VEGF－C 或 VEGF－D与VEGFR－3结合后，可促进LECs增殖、迁移，介导原发性肿瘤淋巴管生成。完整结构的VEGF－C和 VEGF－D仅结合 VEGFR－3，不结合 VEGFR－2，而加工后成熟的 VEGF－C和 VEGF－D片段与VEGFR－2、VEGFR－3亲和力显著增强。原发性肿瘤细胞及其附近的免疫细胞能够表达前列腺素E2（PGE2）、前列腺素受体2（EP2）、EP3、EP4，PGE2作用于EP3后，可明显上调肿瘤微环境VEGF－C的表达，进而促进肿瘤淋巴管生成。EP3－／－敲除后，肿瘤模型小鼠的肿瘤间质组织VEGF－C的表达显著下降，肿瘤组织也显著减轻，因此，抑制环氧合酶2（COX2）的表达及阻碍EP3在肿瘤组织发挥作用可能是一种抑制肿瘤相关淋巴管生成的新颖治疗策略。15－羟前列腺素脱氢酶（15－PGDH）是PGE分解代谢的关键酶，而VEGF－D能够调节15－PGDH的表达，引起PGE分解代谢减少，促进肿瘤淋巴管生成。Fink等［16］研究发现结肠中具有高水平特异基因产物15－PGDH的个体通过服用阿司匹林显著地降低了他们得结直肠癌的机会。与之相比，结肠癌中显示低水平15－PGDH的个体则没有从这一镇痛药中受益。可溶性VEGFR－3或VEGFR－3特异性单克隆抗体应用于小鼠肿瘤模型，可以抑制肿瘤淋巴管生成以及肿瘤细胞经淋巴结转移。另外，体内、体外实验显示，使用NP－2单克隆抗体可阻止LECs的迁移并能降低肿瘤细胞经淋巴结转移的发生率。因此，可以通过调节各种信号、信号通路降低VEGF－C的表达，从而影响肿瘤淋巴管生成。例如，增加Wnt1在黑色素瘤模型小鼠体内的表达，能够显著降低VEGF－C的表达，从而抑制肿瘤淋巴管生成以及延缓黑色素瘤细胞经淋巴管转移［17］。其他生长因子和信号通路也参与了肿瘤淋巴管生成，如 VEGF－A、FGF－2、血小板源生长因子B（PDGF－B）、促红细胞生成素、肾上腺髓质素、转化生长因子－β（TGF－β）等。在人源纤维肉瘤异种移植模型中，VEGF－A能够促进肿瘤淋巴管生成以及肿瘤细胞经淋巴结转移。进一步研究发现，VEGF－A的这种促进作用取决于VEGF－A表 达 水 平 和 所 处 的 位 置。FGF－2 、PDGF－B、促红细胞生成素、肾上腺髓质素［18］也能够促进肿瘤淋巴管生成，其中FGF－2与VEGF－C／VEGFR－3信号可协同促进肿瘤淋巴管生成以及肿瘤细胞经淋巴结转移。与 VEGF－A、FGF－2、PDGF－B、促红细胞生成素、肾上腺髓质素对肿瘤淋巴管生成的作用相反，TGF－β对肿瘤淋巴管生成以及肿瘤细胞经淋巴结转移具有负性调节作用。见图2。

图2 肿瘤淋巴管生成及肿瘤细胞经淋巴结转移

4．1．2 肿瘤细胞经淋巴结转移 淋巴管能够把抗原呈递细胞从外周组织转运到淋巴结以及其他二级淋巴部位。在这个过程中，许多趋化因子促进了这些细胞的转运。例如，LECs能分泌趋化因子CCL21，通过作用于树突细胞表面的趋化因子受体CCR7促进树突细胞进入淋巴管。树突细胞一旦进入淋巴管，就可被转运到淋巴结以及其他二级淋巴部位。肿瘤细胞也可以通过表达某些趋化因子受体增加自身进入淋巴管并被转移的概率。临床数据显示，胃癌、大肠癌、乳腺癌等癌细胞能表达CCR7，在原发性肿瘤LECs分泌的趋化因子CCL21作用下，这些癌细胞可被转运到淋巴结以及其他二级淋巴部位。此外，肝癌、口腔鳞癌、乳腺癌等细胞表达CCR4与肿瘤淋巴结转移显著相关。研究发现各种类型的肿瘤细胞表面均可自分泌CCR7受体，与肿瘤自身分泌的配体CCL19／CCL21可形成自身趋化作用［19］。肿瘤细胞表面CCR7受体与肿瘤自身分泌的CCL19／CCL21或与免疫细胞（T细胞、LECs）分泌的CCL19／CCL21结合后，在淋巴液回流的作用下，趋化肿瘤细胞向淋巴结方向移动，此过程受到许多生长因子如VEGF－C、D及受体 VEGFR－3、bFGF和相关酶等的调控。见图2。

4．1．3 肿瘤淋巴参数与患者预后 如前所述，在各种原发性肿瘤内、外周可见淋巴管生成和淋巴管管腔扩大，这促进了肿瘤淋巴管转移，导致患者较短的无病生存期（disease－free survival，DFS）。此外，各种淋巴管生成因子和淋巴管内是否存在肿瘤细胞可作为判断肿瘤细胞是否转移到淋巴结和远处器官的非常有用的早期指标。例如，在黑色素瘤患者中，黑色素瘤内淋巴管生成与肿瘤细胞转移到远端组织相关，导致患者DFS显著缩短，VEGF－C的表达可以预测较短的DFS和总生存期（overall survival，OS），与肿瘤前哨淋巴结转移显著相关，可作为一个肿瘤淋巴管转移预后指标。在乳腺癌患者中，淋巴管密度与肿瘤淋巴结转移相关，DFS、OS显著缩短，VEGF－C的表达与肿瘤淋巴结转移及肿瘤细胞转移到远端组织相关。在大肠癌患者中，高密度淋巴管可预测疾病复发，并与肿瘤淋巴结转移及肿瘤细胞转移到远端组织相关，DFS、OS也显著缩短，VEGF－D的表达可作为预后DFS、OS的指标，而VEGF－C是大肠癌患者肿瘤淋巴结转移独立危险因素。在肺癌患者中，淋巴管密度与非小细胞肺癌分期及淋巴管浸润相关，可作为肺癌淋巴结转移的独立预测因素，而高密度淋巴管是一个很好的淋巴管浸润及转移指标，VEGF－C、VEGFR－3的表达可作为T1期肺癌的独立预后因素，VEGF－C可作为非小细胞肺癌的预后因素［20］。

4．1 ．4 针对肿瘤淋巴管生成的药物研发与应用

VEGF－C和 VEGF－D均可与其受体 VEGFR－3结合，通过活化VEGFR－3特异地刺激肿瘤淋巴内皮细胞增殖、迁移，促进淋巴管生成，从而增加肿瘤淋巴管转移，因此，阻断淋巴管生成是抑制肿瘤淋巴管转移的有效方法。抗肿瘤淋巴管生成治疗已在动物模型上成功开展，并取得了抑制肿瘤淋巴管转移的作用。常用的抗肿瘤淋巴管生成策略有：1）阻断蛋白水解激活 VEGF－C 和 VEGF－D；2）阻断VEGF－C和 VEGF－D 与 VEGFR－3结合；3）阻断VEGFR－3的激活；4）抑制其他生长因子发挥作用。目前，临床前研究和临床使用抗肿瘤淋巴管生成的药物有：1）VGX－100，作用靶点是 VEGF－C，VEGF－C单克隆抗体，处于临床Ⅰ期试验阶段；2）VD1与 CVE199，作用靶点是 VEGF－D，VEGF－D单克隆抗体，处于临床前实验阶段；3）VGX－300，作用靶点是VEGF－C或VEGF－D，含可溶性VEGFR－3结构，处于临床前实验阶段；4）sVEGFR2，作用靶点是 VEGF－C、VEGF－D或 VEGF－A，含可溶性VEGFR－2结构，处于临床前实验阶段；5）hF4－3C5，作用靶点是 VEGFR－3，VEGFR－3单克隆抗体，处于临床Ⅰ期试验阶段；6）索拉非尼、帕唑帕尼、舒尼替尼、阿西替尼，作用靶点是VEGFR－3，小分子蛋白激酶抑制剂，其中索拉非尼被批准用于肾细胞癌和肝癌的临床治疗，帕唑帕尼被批准用于肾细胞癌和软组织肉瘤的临床治疗，舒尼替尼被批准用于肾细胞癌、胃肠道间质瘤和胰腺神经内分泌肿瘤的临床治疗；7）Regorafenib、CEP－11981，作用靶点是VEGFR－3和TIE1，小分子蛋白激酶抑制剂，其中Regorafenib被批准用于转移性结直肠癌和胃肠道间质瘤，CEP－11981处于临床Ⅰ期试验阶段；7）AMG－386，作用靶点是 ANGPT1和 ANGPT2，处于临床Ⅱ期试验阶段；8）Anti－NRPB，作用靶点是NRP2，NRP2单克隆抗体，处于临床前实验阶段；9）NSAIDs，作用靶点是COX2，被批准用作止痛剂和抗炎剂［20］。

4．2 淋巴水肿

淋巴管功能不全、淋巴管闭塞或阻塞可引起淋巴运输能力受损，导致淋巴水肿。根据发病机理，淋巴水肿分为初级（先天性）淋巴水肿和继发性（后天）淋巴水肿。先天性淋巴水肿是由淋巴管发育不全引起，有家族史，多表现下肢水肿。VEGFR－3酪氨酸激酶优势区错义突变致使酪氨酸激酶失活，可引起人类患Milroy疾病。另外，Sox18基因突变与HLT综合征有关，FOXC2基因突变与淋巴水肿－双睫毛综合征（lymphedema－distichiasis syndrome，LD）有关。99%以上的淋巴水肿是继发性淋巴水肿。马来丝虫可引起淋巴管阻塞，导致淋巴水肿。在转移性肿瘤细胞扩散到淋巴结后，患者需进行根治性手术和放疗，这破坏了淋巴管网络，引起淋巴循环受损，导致淋巴水肿。此外，皮肤感染和淋巴管炎也可导致淋巴水肿。淋巴水肿根据病程早晚，治疗原则不同。早期以排除郁积滞留淋巴液，防止淋巴积液再生为宗旨，晚期则以手术切除不能复原的病变组织或以分流术治疗局限性淋巴管阻塞为目的。急性期淋巴水肿治疗方法有：1）体位引流；2）加压包扎；3）限制钠盐摄入和使用利尿剂；4））预防感染。慢性淋巴水肿治疗方法有：1）烘绷疗法；2）手术治疗。

4．3 肥胖

在小肠绒毛内毛细淋巴管能吸收疏水性营养物质，如甘油三酯、胆固醇及其他脂类分子，促进疏水性营养物质正常的吸收与代谢。杂合子Prox1基因突变实验显示，小鼠淋巴微循环异常，可导致淋巴液从破裂的淋巴管中泄漏出来，进而导致肥胖症的发生。此外，人体皮下和腹部靠近破裂淋巴管的脂肪细胞特别大，因而可以储存更多的脂肪［13］。因此，淋巴管缺陷能够引起肥胖。Brestoff等［21］在人类白色脂肪组织中鉴定出2型先天淋巴样细胞，并阐明了肥胖会引起人类和小鼠的白色脂肪组织中2型先天淋巴样细胞功能低下。2型先天淋巴样细胞能产生甲硫氨酸脑啡肽，这种肽能够直接作用于脂肪细胞使之产生更多的解耦联蛋白1，从而刺激白色脂肪细胞的米色化。因此，可以把2型先天淋巴样细胞作为治疗肥胖的靶点。

5 小结与展望

随着基因小鼠模型、新的分子工具、高通量基因组、蛋白质组学等技术在淋巴管生成研究中的应用，显著提高了人们对于淋巴管生成分子机制、参与机体病理过程作用机制的认识以及治愈淋巴管生成相关疾病的概率。目前，淋巴管生成的研究依然存在许多问题需要解决。例如，LECs的生成过程中，关于调节Sox18、Prox1表达的分子机制研究相对较少；除SOX18－CoupTFII－PROX1驱动路径外，其他转录因素，如FOXC2、活化T细胞核因子1（NFATc1）和T－同源盒基因1（TBX1）对正在发育的淋巴管或LECs的作用机制有待进一步研究；目前的研究还缺乏特异的分子标记以区别LECs和前体LECs；肿瘤转移研究中尚不清楚淋巴管生成是肿瘤细胞经淋巴结转移所必需；肿瘤内、外周促进肿瘤细胞经淋巴结转移的分子机制还没有完全阐述清楚。加强以上问题的研究，能够促进人们发现和确定淋巴管生成相关疾病的治疗靶点并对现有的治疗策略做出有益的补充。

［1］ Akhras V，Ramakrishnan R，Stanton A W，et al．Quantitative imaging in vivo of functioning lymphatic vessels around human melanoma and benign nevi［J］．Microcirculation，2015 Jun 11．doi：10．1111／micc．12216．［Epub ahead of print］．

［2］ Francois M，Harvey N L，Hogan B M．The transcriptional control of lymphatic vascular developme［J］．Physiology（Bethesda），2011，26（3）：146－155．

［3］ Hogan B M，Black B L．Developmental biology：diversity in the lymphatic vasculature［J］．Nature，2015，522（7554）：37－38．

［4］ Petrova T V，Tammela T，Petrova T V．Lymphangiogenesis in development and human disease［J］．Nature，2005，438（7070）：946－953．

［5］ Harvey N L，Betterman K L，Harvey N L，et al．Getting out and about：the emergence and morphogenesis of the vertebrate lymphatic vasculature［J］．Development，2013，140（9）：1857－1870．

［6］ Nicenboim J，Malkinson G，Lupo T，et al．Lymphatic vessels arise from specialized angioblasts within a venous niche［J］．Nature，2015，522（7554）：56－61．

［7］ Klotz L，Norman S，Vieira J M，et al．Cardiac lymphatics are heterogeneous in origin and respond to injury［J］．Nature，2015，522（7554）：62－67．

［8］ Francois M，Caprini A，Hosking B，et al．Sox18induces development of the lymphatic vasculature in mice［J］．Nature，2008，456（7222）：643－647．

［9］ Wünnemann F，Kokta V，Leclerc S，et al．Aortic dilatation associated with a de novo mutation in the SOX18gene：expanding the clinical spectrum of hypotrichosis－lymphedema－telangiectasia syndrome［J］．Can J Cardiol，2015Apr 13．pii：S0828－282X（15）00280－00289．doi：10．1016／j．cjca．2015．04．004．［Epub ahead of print］．

［10］Deng Y，Simons M．Lymphatic fate specification：playing RAF with ERK［J］．Cell Cycle，2013，12（8）：1157－1158．

［11］Van Impel A，Zhao Z，Hermkens DM，et al．Divergence of zebrafish and mouse lymphatic cell fate specification pathways［J］．Development，2014，141（6）：1228－1238．

［12］Srinivasan R S，Geng X，Yang Y，et al．The nuclear hormone receptor Coup－TFII is required for the initiation and early maintenance of Prox1expression in lymphatic endothelial cells［J］．Genes Dev，2010，24（7）：696－707．

［13］Tammela T，Alitalo K．Lymphangiogenesis：molecular mechanisms and future promise［J］．Cell，2010，140（4）：460－476．

［14］尚志．Tie1在淋巴管重塑和瓣膜发育中的作用［D］．苏州：苏州大学，2014．

［15］Kanady J D，Munger S J，Witte M H，et al．Combining Foxc2 and Connexin37deletions in mice leads to severe defects in lymphatic vascular growth and remodeling［J］．Dev Biol，2015，405（1）：33－46．

［16］Fink S P，Yamauchi M，Nishihara R，et al．Aspirin and the risk of colorectal cancer in relation to the expression of 15－hydroxyprostaglandin dehydrogenase （HPGD）［J］．Sci Transl Med，2014，6（233）：233re2．

［17］Niederleithner H，Heinz M，Tauber S，et al．Wnt1is anti－lymphangiogenic in a melanoma mouse model［J］．J Invest Dermatol，2012，132（9）：2235－2244．

［18］Karpinich N O，Kechele D O，Espenschied S T，et al．Adrenomedullin gene dosage correlates with tumor and lymph node lymphangiogenesis［J］．FASEB J．，2013，27（2）：590－600．

［19］Munson J M，Bellamkonda R V ，Swartz M A．Interstitial flow in a 3Dmicroenvironment increases glioma invasion by a CXCR4－dependent mechanism［J］．Cancer Res，2013，73：1536－1546．

［20］Stacker S A，Williams S P，Karnezis，et al．Lymphangiogenesis and lymphatic vessel remodelling in cancer［J］．Nat Cancer Rev，2014，14：159－172．

［21］Brestoff J R，Kim B S，Saenz S A，et al．Group 2innate lymphoid cells promote beiging of white adipose tissue and limit obesity［J］．Nature，2015，19（7542）：242－246．