头孢氨苄降解菌的分离鉴定及其降解特性

杨 涛，孙贤波，刘勇弟，蔡正清

（华东理工大学高浓度难降解有机废水处理技术国家工程实验室，上海200237）

大量研究显示环境中低浓度的抗生素可能诱导微生物抗药基因的产生[1]。中国是抗生素生产和消费大国，大量抗生素的使用及不当排放已对水环境健康构成重大潜在威胁。目前，国内各大地表水域乃至自来水中检测出了不同浓度的抗生素[2-3]。环境中的抗生素主要来自医院的医用废水、制药厂的工业废水和养殖场的畜禽废水等，这些废水的处理通常采用以生物处理为主、物化法相结合的传统废水处理工艺，该类方法可有效降解常规污染物，但难以完全降解废水中的各类抗生素[4]。废水中微量抗生素进入环境中形成“假持久性”污染物，可导致生物毒性和诱导耐药性生物[5]，该类问题已引起国内外学者的广泛关注。

头孢类抗生素具有抗菌谱广、低致敏、副作用小、品种繁多、杀菌能力强等优点，常被用作临床抗感染类药物。头孢氨苄(Cephalexin,CX)是一种典型的头孢类抗生素，可抑制细菌细胞壁的合成，使得细胞原生质膨胀破裂而达到杀菌目的。抗生素CX 的母核“四元环并六元环”稠合体系受到的环张力较小，且含氮六元环中碳碳双键可与相连氮的未共用电子对共轭，所以CX 的性质很稳定，在自然环境中可以长期稳定存在。本研究旨在筛选出能高效降解CX 抗生素的菌株，为传统生物法降解CX 提供借鉴。

高效菌法是一种强化生物处理技术，通过利用特殊菌群来提高对某一种或一类生物难降解污染物的降解率，目前使用高效菌法对抗生素废水处理的研究越来越多，并在工程应用方面取得了一定突破。Lin 等[6]从活性污泥中分离出两株假单胞菌CE21和CE22，在CX 质量浓度为1 mg/L 下培养24 h 对CX 的降解率分别达到90%和46.7%。孙瑞珠等[7]从长期堆放泰乐菌素药渣附近的土壤中分离出一株泰乐菌素优势降解菌，对泰乐菌素的降解率可达99%，且将该菌成功应用于修复泰乐菌素废渣、废水污染的环境，取得了较好的效果。Wang 等[8]利用硝化菌在铵离子存在条件下通过共降解作用来降解质量浓度为50μg/L 的CX，降解率可达99%以上，但在无铵离子情况下降解率小于44%。目前，对难生物降解的头孢类抗生素的高效生物降解研究比较少，尤其在高效降解菌的分离以及降解机理方面的研究较少。

为保证所得CX 降解菌在污水环境中的耐受性，本文从长桥生活污水厂的污泥中筛选纯化出了降解CX 的高效菌，并对其进行了菌种鉴定，研究了温度、pH、转速、菌种投加量对微生物生长及降解效果的影响。同时，通过液相色谱-串联质谱仪（LC-MS/MS）对高效菌降解CX 的中间产物进行了测定，推测了CX 可能的生物降解路径。该工作对于水环境中头孢类抗生素的高效降解方法的开发具有重要理论和现实意义。

1 材料与方法

1.1 试剂与设备

实验材料：CX（w=98%）、阿莫西林（w=98%）、土霉素（w=98%）、磺胺嘧啶（w=98%）、培氟沙星（w=98%）、甲醇（色谱级）、蛋白胨（分析纯）、牛肉膏（分析纯）、琼脂（分析纯）、葡萄糖（分析纯），均购自上海麦克林生化科技有限公司；NaCl、KH2PO4、K2HPO4、(NH4)2SO4、NaNO3、MgCl2、ZnSO4、H3BO3、Na2MoO4、FeSO4、CaCl2、MnSO4纯度均不低于99.5%（质量分数），均购自上海阿拉丁生化科技股份有限公司；针式滤器（尼龙滤膜，孔径0.22μm）；实验用水为超纯水。

实验仪器：高效液相色谱仪LC-20AT（日本岛津公司）；磁力搅拌器84-1A（上海司乐仪器有限公司）；BT224s分析天平（北京Sartarius仪器有限公司）；恒温振荡培养箱BSD-250（上海博讯实业有限公司）；洁净工作台（上海博讯实业有限公司）；PB-10型 pH计（上海精密科学仪器有限公司）；H-1型旋涡混合器（上海沪西仪器厂）；JYD-650L 超声波细胞粉碎机（上海之信仪器有限公司）；DR5000分光光度计（美国Hach 公司）；TGL-16G 飞鸽离心机（上海安亭科学仪器厂）。

1.2 实验所用培养基配方

牛肉膏蛋白胨培养基（LB）：氯化钠10 g/L，蛋白胨10 g/L，牛肉膏5 g/L，调节pH 为7.0～7.2。

固态培养基：在LB培养基中加入琼脂20 g/L，高温灭菌溶解后冷却凝固。

无机盐培养基：KH2PO41.5 g/L，K2HPO42.3 g/L，(NH4)2SO41 g/L，NaNO30.5 g/L。并加入微量元素：MgCl28 mg/L，ZnSO42 mg/L，H3BO30.4 mg/L，Na2MoO41 mg/L，FeSO42 mg/L，CaCl22 mg/L，MnSO42 mg/L，调节pH为7.0～7.2。无机盐培养基在使用前先用高压灭菌锅灭菌，然后冷却至室温，再加入无菌葡萄糖至其质量浓度为5 g/L 时作为有机碳源。

筛选培养基：上述培养基经115℃高压灭菌20 min，冷却后加CX 至质量浓度为10 mg/L。

1.3 菌株的分离纯化和高效菌的筛选

从长桥生活污水处理厂污泥中取1 mL 新鲜污泥（混合液挥发性悬浮固体质量浓度（MLVSS）为3.852 g/L），于超净台中转接至150 mL LB培养基中，在30℃、150 r/min 恒温振荡培养箱中振荡2 d，设置不同质量浓度梯度（2、4、6、8、10 mg/L）的CX 抗生素的LB培养基，每隔2 d 依次转接培养，直至培养基抗生素质量浓度为10 mg/L，得最终菌液培养液。

涂布分离：取10 mL 灭菌离心管装入0.5 mL最终培养液，并和4.5 mL 无菌水于旋涡混合器中混合1 min，得到稀释10倍的混合菌液；再取0.5 mL稀释10倍的混合菌液于10 mL灭菌离心管中，加入4.5 mL无菌水，于旋涡混合器中混合1 min，得稀释102倍的混合菌液；取0.5 mL 稀释102倍的混合菌液于10 mL灭菌离心管中，采用相同的稀释方法，依次稀释得到103至108倍的混合菌液。分别用移液枪从8个离心管取100μL 稀释菌液于固态培养基上，均匀涂布后置于30℃、150 r/min 恒温培养箱培养2 d。

划线纯化：从涂布生长的平板上挑选出不同特征的菌落，划线分离2～3次得到纯菌落，并对菌落编号保存，作为菌种使用。

高效菌筛选：将所得菌种在无机盐培养基中扩大培养24 h，取1 mL 培养液转接到筛选培养基中，每隔一段时间取样测定其OD600（菌液在600 nm 波长处的吸光度值）和抗生素质量浓度，并分别绘制微生物的生长曲线和抗生素的降解曲线。

1.4 菌株降解最佳条件

选出最佳降解菌株，以培养温度、pH、接种量、混合强度为研究对象，将之前纯化培养24 h 后的降解菌株转接到150 mL 筛选培养基中，在不同条件下培养2 d，定时取样测定微生物质量浓度和CX 降解率，具体参数如下：

(1)温度：调节培养基pH 为7.0，接种量为1%（体积分数），转速150 r/min，培养时间2 d。设置温度梯度为20、25、30、35、40℃。

(2) pH：调节培养箱温度为30℃，接种量为1%（体积分数），转速150 r/min，培养时间2 d。设置培养基pH 为3.0、4.0、5.0、6.0、7.0、8.0、9.0、10.0。

(3)混合强度：调节培养基pH 为7.0，接种量为1%（体积分数），培养箱温度为30℃，培养时间2 d。设置培养箱转速为90、120、150、180 r/min。

(4)接种量：调节培养箱温度为30℃，转速为150 r/min，培养基pH 为7，培养时间2 d。设置接种量（体积分数）分别为1%、2%、3%、5%、10%。

每组实验进行3组平行实验。

1.5 菌种鉴定

16SrDNA 鉴定：采用天根细菌基因组提取试剂盒（DP302-02）提取细菌DNA。以基因组DNA 为模板，聚合酶链式反应（PCR）引物：27F：AGAGTTT GATCMTGGCTCAG；1492R：GGTTACCTTGTTACG ACTT。扩增体系为20μL，其中Taq 酶10μL，上下游引物各1μL，模板1μL，加入无菌水补充到20μL，稍加混合后立即进行PCR 扩增。PCR 程序：94℃预变性3 min；进入循环：94℃变性30 s，55℃退火30 s，72℃延伸100 s，共35个循环；最后在72℃下保温10 min。取10μL PCR 产物经2%（质量分数）琼脂糖凝胶电泳，割取目的条带，按照天根回收试剂盒（DP214-03）纯化回收。采用Sanger 法进行测序。测序用的试剂盒为：BigDye v3.1 Chemistry kit(Applied Biosystems,Foster City,CA)。之后使用3730XL DNA序列分析仪进行测序，并用DNA Sequencing analysis软件分析测序结果，Sequencing Analysis 5.2.0 软件进行解读。

菌种经过16S rDNA 基因测序，所得碱基序列上传NCBI(https://www.ncbi.nlm.nih.gov/)后，与GenBank库中核酸数据比对分析，得到多个该菌株基因序列相近的种、属的DNA 碱基序列，使用CLUSTALX1.81软件对该菌种和与其相近参比菌株的DNA 碱基序列比较，并运用Mega 软件临近法构建菌株试样和与其相近参比菌株的系统发育树。

1.6 分析方法

样品经0.22μm 尼龙滤膜过滤后采用高效液相色谱（HPLC）测定CX 质量浓度。HPLC条件：流动相为超纯水和甲醇（超纯水和甲醇体积比为75∶25）；流量：1 mL/min；柱温：40℃；进样量：10μL；检测波长：260 nm；色谱柱Inertsil ODS-Sp,5μm×4.6 mm×250 mm，在该条件下CX 质量浓度检出范围为0.1～100 mg/L。

采用LC-MS/MS分析中间产物。质谱条件：流动相为超纯水和甲醇（超纯水和甲醇体积比为75∶25）；流量：1 mL/min；柱温：40℃；进样量：2μL；扫描范围：m/z为50～350；正离子模式；雾化气流量：3 L/min；加热气流量：10 L/min；接口温度：300℃；干燥气流量：10 L/min；色谱柱（Shin-pack Giss C18-P，19μm×3.0 mm×150 mm）。

OD600值由分光光度计在600 nm 波长下测定菌液吸光度得到。

2 结果与讨论

2.1 CX 高效降解菌株的筛选

从生活污水中通过不同质量浓度梯度的抗生素驯化，涂布划线得到依次命名为CQ1、CQ2和CQ3的不同菌株。各菌株在以CX 为唯一碳源的无机盐培养基中不会生长，有研究表明，加入外碳源作为共代谢基质后，微生物利用外碳源不仅可以合成细胞物质，使细胞大量增殖，还能保持胞内β-内酰胺类抗生素降解酶的活性，可大大提高抗生素的降解效率[9]，故实验中添加葡萄糖作为外加碳源。菌株在含葡萄糖的无机盐培养基中生长状况见表1。其中菌株CQ2生长状况最好，且对CX 具有最高的降解率，因此，选取CQ2菌进一步研究其降解特性。

表 1 微生物生长及CX 降解状况Table 1 Microbe growth and CX degradation

2.2 菌株鉴定结果

菌落直径为4～6 mm，在1 000倍光学显微镜下，CQ2菌呈杆状，菌体直径0.4～0.6 μm，长度1.2～2.5μm，如图1所示。经16SrDNA 鉴定，CQ1为鞘氨醇单胞菌属（Sphingomonas sp.），CQ2和CQ3均为苍白杆菌属（Ochrobactrum sp.），并依照《真菌鉴定手册》、《伯杰氏细菌鉴定手册》（第9版）对1.3节筛选的高效菌株进行菌株形态鉴定，如表2所示。菌株CQ2和亲缘性相近的其他微生物的系统发育树如图2所示。有研究表明，鞘氨醇单胞菌和苍白杆菌对β-内酰胺类抗生素具有耐药性，其中苍白杆菌对青霉素类、酶抑制复合剂和头孢菌素类等β-内酰胺类抗生素具有显著抗性[10-12]。苍白杆菌是具有平行边和圆端的杆菌，靠周身鞭毛运动，专性好氧型异养菌，能利用各种有机酸、氨基酸和碳水化合物作为有机碳源，目前为止，利用苍白杆菌降解头孢菌素类抗生素的研究仍非常少。

2.3 CQ2的生长曲线及CX 的降解曲线

图1 CQ2菌形态观察：（a）菌落形态；（b）单菌株形态Fig.1 Morphology of strain CQ2:(A)Colony morphology;(B)Singlestrain morphology

表2 高效菌株的形态学观察和鉴定结果Table2 Morphological observation and identification results of the highly effectivestrains

图2 基于16SrDNA 序列同源性构建的CQ2菌和亲缘性相近的其他微生物的系统发育树Fig.2 Phylogenetic tree of strain CQ2 and other microbe with closeaffinity constructed based on 16SrDNA sequencehomology

在含葡萄糖的无机盐培养基中，CX 初始质量浓度10 mg/L，温度30℃，pH 7.0，转速150 r/min，接种量1%（体积分数），采用分光光度法在波长600 nm下测定CQ2降解菌的吸光度，并绘制生长曲线如图3所示（图中ρt表示t时刻CX 的质量浓度，ρ0表示CX 初始质量浓度，单位mg/L），同时拟合单位体积内微生物总数（CFU）与OD600的线性关系，发现线性相关性良好，拟合后线性相关系数可达0.991 2，表明OD600可以有效地描述单位体积内微生物的个数。实验结果显示：0～48 h 为对数期，在此期间微生物数量呈几何数增殖，生物代谢能力最强，研究CQ2菌性状取对数期最佳；48～60 h 为稳定期，微生物的生长导致营养物大量消耗以及有害代谢产物积累，从而导致微生物个数整体趋于饱和。

微生物世代时间计算如下：

式中：G为世代时间；t为微生物生长时间；Mt为培养结束时活菌数；M0为初始活菌数。在对数生长期中取OD600速率变化较快的时间段（18～32 h）代入式（1），计算得到CQ2的世代时间为367 min。

目前，Monod 方程和Logistic方程被广泛应用于生物群体在约束条件下数量与时间的数学模型[13]。运用Logistic 方程四参数拟合算法对CQ2菌的生长曲线进行拟合，以此描述该菌的生长状况。

Logistic 方程：

图3 CQ2菌的微生物生长曲线及CX 降解曲线Fig.3 Microbial growth curve and CX degradation curve of strain CQ2

式中：Y为某时刻的微生物OD600值；A1为OD600的最小估计值；A2为OD600的最大估计值；t为微生物生长时间；t0为微生物OD600值等于最大OD600值的一半时的时间，即微生物生长速度最快的时刻；P为t0处曲线的斜率。如图3所示，生长曲线经Logistic 方程拟合后相关系数可达0.999 9，拟合曲线的表达式为Y=1.422+1.4075/(1+(T/23.639 9)4.2825）。与式（2）对比知T0=23.699 9，故取培养24 h 的CQ2菌进行实验效果较好。

从图3 CX 降解曲线看出，CX 在生长对数期时被快速降解，36 h 时微生物对CX 降解率可达100%。Al-Gheethi等[14]从污水处理厂中筛选出67株能耐受质量浓度为10 mg/L CX 的微生物，但该混合微生物群对质量浓度为5 mg/L CX 的降解率仅为46.66%，且以生物吸附为主。尽管Lin 等[6]从活性污泥中分离出的假单胞菌CE21和CE22在24 h 时对CX 降解率分别达到90%和46.7%，但CX质量浓度仅为1mg/L。因此，CQ2菌对CX 具有较好的降解效果。

2.4 高效菌培养条件对CQ2菌生长及CX 降解效果的影响

2.4.1 温度的影响 温度对微生物的生长以及部分污染物降解相关酶的活性具有显著作用[15]。本实验将CQ2菌接种到含葡萄糖的无机盐培养基中，在不同温度培养箱下避光培养36 h。由图4可知，CQ2随温度的升高对CX 降解率先升高后降低，30℃时达到最大降解率100%。随着温度的升高OD600值也呈现先升高后下降的趋势，30℃时OD600最大值为1.281（CFU 为3.06×108个/mL），20℃和40℃时分别为0.758和1.233，这可能是由于温度影响了微生物胞内酶的活性和膜的通透性，高温或低温都会影响微生物的生长繁殖，进而影响对CX 的降解率[16]。所以，适宜菌株CQ2的最佳温度为30℃。

图4 温度对微生物生长及CX 降解效果的影响Fig.4 Effectsof temperature on microbial growth and CX degradation

2.4.2 pH的影响 调节不同的pH，在恒温振荡培养箱内避光培养CQ2菌36 h。如图5所示，当pH 为3.0时，微生物的OD600值仅为0.214，CX 降解率为33.25%。随着pH 的升高，OD600值和CX 降解率都是先升高再降低，在pH 为7.0时OD600达到最大值1.281，CX降解率达到100%。pH 过高或过低均影响酶的活性和细胞膜的通透性，不利于微生物的生长。碱性条件下的CX 降解率要略高于酸性条件下的CX 降解率，根据CX 的理化性质（表3）和CX 的水解平衡示意图（图6）[17]，这可能是由于CX 具有典型的β-内酰胺环结构，在碱性条件下被·OH亲核攻击酰基键导致β-内酰胺环开环形成水解产物，从而使得液相色谱仪检测的CX 质量浓度更低[18]。OD600值和CX 降解率均在pH为7.0时达到最大值，说明CQ2菌的最适宜pH 为7.0，这与黄倩萍等筛出的苍白杆菌属的最适宜pH一致[19]。

图5 pH 对微生物生长及CX 降解效果的影响Fig.5 Effectsof pH on microbial growth and CX degradation

2.4.3 混合强度的影响 改变培养箱的转速，其他条件不变。如图7所示，在90、120、150、180 r/min 转速下，OD600值始终在1.25左右，且CX 降解率都在99%以上，这说明溶液混合强度对CQ2菌影响较小。转速150 r/min 和180 r/min 下微生物的OD600值略高于其他转速下的OD600值，经实验测定，90、120、150、180 r/min 转速下对应的溶解氧数值分别为0.21、0.23、0.22、0.25 mg/L，无显著性差异，所以不同转速可能通过均匀分布培养基中菌体和污染物以及加快传质来影响降解速率。实验结果表明转速对CQ2菌生长影响程度较小，综合考虑微生物生长速率和均质问题，选择150 r/min作为最佳转速。

表3 CX 理化性质Table3 Physicochemical properties of cephalexin

图6 CX 的水解平衡示意图Fig.6 Schematic diagram of hydrolysisequilibrium of CX

图7 转速对微生物生长及CX 降解效果的影响Fig.7 Effects of rotation speed on microbial growth and CX degradation

2.4.4 接种量的影响 培养条件不变，改变微生物的接种量培养CQ2菌28 h。如图8所示，当接种量为1%（体积分数）时，培养CQ2菌28 h 后微生物的OD600值为0.845，CX 降解率为83.25%；当接种量增加到5%（体积分数）时，OD600值为1.402，CX 降解率为100%；当接种量继续增加至10%（体积分数）时，OD600值和CX 降解率无明显变化。微生物进入新的环境后需要调整代谢，合成新的代谢酶和某些有机物，然后进入延滞期，而接种量主要与微生物的延滞期有关。有研究表明，接种量在7%～10%（体积分数）时菌液生长密度差异不大，接种量小于5%（体积分数）就会导致延滞期加长[20-21]。本实验表明CQ2菌优化后的最佳接种量为5%（体积分数）。

图8 接种量对微生物生长及CX 降解效果的影响Fig.8 Effects of inoculation volume fraction on microbial growth and CX degradation

2.4.5 最佳优化条件下CQ2菌对其他抗生素的降解通过正交试验得到CQ2菌最优的培养条件：温度30℃，pH 7.0，转速150 r/min，接种量5%（体积分数）。为进一步研究CQ2菌对其他常见抗生素的降解性能，在该条件下，以阿莫西林（青霉素类）、土霉素（四环素类）、磺胺嘧啶（磺胺类）、培氟沙星（喹诺酮类）为目标降解物，初始质量浓度为10 mg/L，在无机盐培养基中培养36 h，测定剩余抗生素含量，见表4。如表4所示，CQ2菌对初始质量浓度为10 mg/L的阿莫西林、土霉素和磺胺嘧啶均有一定的耐药性，但对培氟沙星抗生素较为敏感，OD600值由接种前的0.038降至接种后的0.027。CQ2菌对抗生素敏感程度依次为培氟沙星>磺胺嘧啶>土霉素>阿莫西林，且CQ2对阿莫西林的降解效果极佳，最佳条件下培养36 h 可以对阿莫西林降解率达到100%。这可能是因为苍白杆菌染色体内含有特定的AmpC/R 基因，能产生头孢菌素酶ApmC酶，因此对具有β-内酰胺环结构的阿莫西林和CX 具有较强的耐药性[22]。细菌易对磺胺类药物产生耐药性，且葡萄糖上的C-6羟基被微生物氧化为羧基形成糖醛酸，能与磺胺类药物结合使其失活。随着降解实验的进行，反应环境不断酸化，土霉素在酸性或碱性条件下都不稳定，所以可能导致土霉素被分解。而培氟沙星是喹诺酮类抗生素，通过干扰DNA 的复制和菌体蛋白质的合成来抑制细菌的活性，尤其是革兰氏阴性杆菌，对苍白杆菌具有较强的抑制性[23]。

2.5 CX 降解路径初探索

提取CQ2菌降解CX 24 h 时的培养液，经过0.22μm 滤膜处理后采用LC-MS/MS对中间产物进行分析，结果如图9所示。通过Xcalibur 软件对质核比（m/z）分析比对，在图谱中检测到m/z=348.10、152.07、158.03、131.07、366.11、176.04、320.12、106.07、219.08等多个信号，再通过MS2的图谱分析，推测其结构式分别为CX、BD1-1、BD3-2、BD4、HD1、BD2-2、BD5、BD7-1、BD7-2，推测CX 降解的路线包括直接生物降解和水解后生物降解。直接生物降解的产物主要是BD1-1和BD1-2，这也是产物中检测出的质量浓度相对较高的有机物，所以推测这是CQ2菌降解CX 的主要路径，可能与微生物产生的青霉素酰化酶有关[24]，且产物BD1-1可能会脱羧生成BD7-1，BD1-2进行分子内加氢生成BD7-2。CX分子中的四元环易发生水解导致开环生成HD1，有研究表明，β-内酰胺类抗生素的矿化过程是生物和非生物相结合的过程，而水解产物只会短暂积累，再进一步降解为其他代谢物[25]。CX 分子水解后脱羧形成BD5，分子自身的氨基和羧基脱水形成一个新的六元环BD6[26]。HD1中含硫六元环可能会被开环生成BD2-1和BD2-2；另一方面，产物中检测到相对较多的BD3-1（2-羟基-3-苯基吡嗪），这是由HD1侧链上的胺分子内攻击形成，推测这是CX 水解后生物降解的主要路径，作为CX 的降解产物BD3-1在很多文献中被报道[10,27-28]，BD3-2中含氮双键发生断裂，氮被羟基取代，甲硫基被甲基取代生成BD4。随着培养时间的增长，这些初步降解产物可能会被进一步降解成其他未知物质，如产物中检测到部分乙酸和碳酸，虽然在只含葡萄糖的培养液中也能检测到，但不排除这是CX 降解产物进一步矿化形成，也是随着微生物生长溶液pH 下降的原因。

表4 CQ2菌对其他类抗生素的降解率Table4 Degradation rate of strain CQ2 to other antibiotics

图9 CQ2菌生物降解CX 的初步途径Fig.9 Preliminary biodegradation of CX by strain CQ2

3 结 论

（1）本文分离出一株能高效降解抗生素CX 的菌株CQ2，经16SrDNA 基因序列鉴定，该菌株系苍白杆菌（Ochrobactrum sp.）。

（2）实验条件下，CQ2菌对CX 降解效果优异，最佳培养条件为：温度30℃，pH 7.0，转速150 r/min，接种量5%（体积分数）。该条件下培养28 h，对CX的降解率可达100%。

（3）CQ2菌在最优条件下，对阿莫西林（青霉素类）、土霉素（四环素类）、磺胺嘧啶（磺胺类）、培氟沙星（喹诺酮类）抗生素的36 h 降解率分别为100%、62.34%、50.29%、5.12%，表明CQ2菌对阿莫西林也具有较好的降解效果，但对培氟沙星耐药性较差。

（4）基于降解中间产物的鉴定提出了CQ2菌降解CX 可能的初步路径，推测了CQ2菌降解CX 主要的两条路径为直接生物降解和水解后生物降解，其中直接生物降解为主要降解途径；2-羟基-3-苯基吡嗪为水解后生物降解的主要降解中间产物。